Kiitos, että kävit Nature.com-sivustolla. Käyttämäsi selainversio tukee CSS:ää rajoitetusti. Parhaan tuloksen saavuttamiseksi suosittelemme, että käytät uudempaa selainversiota (tai poistat yhteensopivuustilan käytöstä Internet Explorerissa). Sillä välin näytämme sivuston ilman tyylittelyä tai JavaScriptiä jatkuvan tuen varmistamiseksi.
Haavojen mikrobikasvusto ilmenee usein biofilmeinä, jotka häiritsevät paranemista ja ovat vaikeasti hävitettäviä. Uudet hopeasidokset väittävät torjuvan haavainfektioita, mutta niiden antibioottifilmin tehokkuus ja infektiosta riippumattomat paranemisvaikutukset ovat yleensä tuntemattomia. Käyttämällä Staphylococcus aureuksen ja Pseudomonas aeruginosan in vitro- ja in vivo -biofilmimalleja raportoimme Ag1+-ioneja tuottavien sidosten, etyleenidiamiinitetraetikkahappoa ja bentsetoniumkloridia (Ag1+/EDTA/BC) sisältävien Ag1+-sidosten ja hopeanitraattia (Ag-oksisuolat) sisältävien sidosten tehokkuuden, jotka tuottavat Ag1+-, Ag2+- ja Ag3+-ioneja haavan biofilmin torjumiseksi, ja sen vaikutuksen paranemiseen. Ag1+-sidoksilla oli minimaaliset vaikutukset haavan biofilmiin in vitro ja hiirillä (C57BL/6j). Sitä vastoin hapettuneet Ag-suolat ja Ag1+/EDTA/BC-sidokset vähensivät merkittävästi elinkelpoisten bakteerien määrää biofilmeissä in vitro ja osoittivat merkittävää bakteeri- ja EPS-komponenttien vähenemistä hiiren haavan biofilmeissä. Näillä sidoksilla oli erilaisia vaikutuksia biofilmillä infektoituneiden ja ei-biofilmillä infektoituneiden haavojen paranemiseen. Hapetetuilla suolasidoksilla oli edullisempia vaikutuksia epitelisaation uudelleenmuodostukseen, haavan kokoon ja tulehdukseen verrattuna kontrollihoitoihin ja muihin hopeasidoksiin. Hopeasidosten erilaisilla fysikaalis-kemiallisilla ominaisuuksilla voi olla erilaisia vaikutuksia haavan biofilmiin ja paranemiseen, ja tämä tulisi ottaa huomioon valittaessa sidosta biofilmillä infektoituneiden haavojen hoitoon.
Krooniset haavat määritellään "haavoiksi, jotka eivät etene normaaleissa paranemisvaiheissa hallitusti ja ajallaan"1. Krooniset haavat aiheuttavat psykologisen, sosiaalisen ja taloudellisen taakan potilaille ja terveydenhuoltojärjestelmälle. NHS:n vuosittaiset haavojen ja niihin liittyvien liitännäissairauksien hoitomenot ovat arviolta 8,3 miljardia puntaa vuosina 2017–20182. Krooniset haavat ovat tällä hetkellä myös polttava ongelma Yhdysvalloissa, ja Medicare arvioi haavapotilaiden vuosittaiset hoitokustannukset 28,1–96,8 miljardia dollaria3.
Infektio on merkittävä haavan paranemista estävä tekijä. Infektiot ilmenevät usein biofilmeinä, joita esiintyy 78 %:ssa paranemattomista kroonisista haavoista. Biofilmejä muodostuu, kun mikro-organismit kiinnittyvät peruuttamattomasti pintoihin, kuten haavapintoihin, ja voivat aggregoitua muodostaen solunulkoisia polymeerejä (EPS) tuottavia yhteisöjä. Haavan biofilmiin liittyy lisääntynyt tulehdusvaste, joka johtaa kudosvaurioihin ja voi viivästyttää tai estää paranemisen4. Kudosvaurioiden lisääntyminen voi johtua osittain matriksin metalloproteinaasien, kollagenaasin, elastaasin ja reaktiivisten happilajien lisääntyneestä aktiivisuudesta5. Lisäksi tulehdussolut ja biofilmit kuluttavat itse paljon happea ja voivat siksi aiheuttaa paikallista kudoshypoksiaa, joka kuluttaa soluja elintärkeään happeen, jota tarvitaan tehokkaaseen kudoskorjaukseen6.
Kypsät biofilmit ovat erittäin vastustuskykyisiä mikrobilääkkeille, mikä vaatii aggressiivisia strategioita biofilmi-infektioiden torjumiseksi, kuten mekaanista käsittelyä ja sen jälkeen tehokasta mikrobilääkehoitoa. Koska biofilmit voivat uusiutua nopeasti, tehokkaat mikrobilääkkeet voivat vähentää uudelleen muodostumisen riskiä kirurgisen puhdistuksen jälkeen.
Hopeaa käytetään yhä enemmän antimikrobisissa sidoksissa, ja sitä käytetään usein ensisijaisena hoitona kroonisesti tulehtuneille haavoille. Kaupallisesti on saatavilla monia hopeasidoksia, joista jokainen sisältää erilaisen hopeakoostumuksen, pitoisuuden ja perusmatriisin. Hopeisten käsivarsinauhojen kehitys on johtanut uusien hopeisten käsivarsinauhojen kehittämiseen. Hopean metallinen muoto (Ag0) on inertti; saavuttaakseen antimikrobisen tehon sen on luovutettava elektroni muodostaakseen ionista hopeaa (Ag1+). Perinteiset hopeasidokset sisältävät hopeayhdisteitä tai metallista hopeaa, jotka nesteen kanssa kosketuksissa hajoavat muodostaen Ag1+-ioneja. Nämä Ag1+-ionit reagoivat bakteerisolun kanssa ja poistavat elektroneja rakenneosista tai selviytymisen kannalta välttämättömistä kriittisistä prosesseista. Patentoitu teknologia on johtanut uuden hopeayhdisteen, Ag-oksisuolojen (hopeanitraatti, Ag7NO11), kehittämiseen, jota käytetään haavasidoksissa. Toisin kuin perinteinen hopea, happea sisältävien suolojen hajoaminen tuottaa korkeamman valenssin omaavia hopean tiloja (Ag1+, Ag2+ ja Ag3+). In vitro -tutkimukset ovat osoittaneet, että pienet pitoisuudet hapettuneita hopeasuoloja ovat tehokkaampia kuin yksittäiset hopeaionit (Ag1+) patogeenisiä bakteereja, kuten Pseudomonas aeruginosaa, Staphylococcus aureusta ja Escherichia colia, vastaan8,9. Toinen uudentyyppinen hopeasidos sisältää lisäainesosia, nimittäin etyleenidiamiinitetraetikkahappoa (EDTA) ja bentsetoniumkloridia (BC), joiden on raportoitu kohdistuvan biofilmin EPS:ään ja lisäävän siten hopean tunkeutumista biofilmiin. Nämä uudet hopeateknologiat tarjoavat uusia tapoja kohdistaa haavan biofilmejä. Näiden antimikrobisten aineiden vaikutus haavaympäristöön ja infektiosta riippumattomaan paranemiseen on kuitenkin tärkeää sen varmistamiseksi, että ne eivät luo epäsuotuisaa haavaympäristöä tai hidasta paranemista. Huolenaiheita hopean sytotoksisuudesta in vitro on raportoitu useiden hopeasidosten yhteydessä10,11. In vitro -sytotoksisuus ei kuitenkaan ole vielä siirtynyt in vivo -toksisuudeksi, ja useiden Ag1+-sidosten on osoitettu olevan hyvä turvallisuusprofiili12.
Tässä tutkimuksessa selvitettiin uusia hopeaformulaatioita sisältävien karboksimetyyliselluloosasidosten tehokkuutta haavan biofilmiä vastaan in vitro ja in vivo. Lisäksi arvioitiin näiden sidosten vaikutuksia immuunivasteisiin ja paranemiseen infektiosta riippumatta.
Kaikki käytetyt sidokset olivat kaupallisesti saatavilla. 3M Kerracel Gel Fiber Dressing (3M, Knutsford, Iso-Britannia) on ei-antimikrobinen 100 % karboksimetyyliselluloosasta (CMC) valmistettu geelikuitusidos, jota käytettiin tässä tutkimuksessa kontrollisidoksena. Kolmea antimikrobista CMC-hopeasidosta arvioitiin: 3M Kerracel Ag -sidosta (3M, Knutsford, Iso-Britannia), joka sisältää 1,7 painoprosenttia hapettunutta hopeasuolaa (Ag7NO11) korkeamman valenssin hopeaioneissa (Ag1+, Ag2+ ja Ag3+). Ag7NO11:n hajoamisen aikana muodostuu Ag1+-, Ag2+- ja Ag3+-ioneja suhteessa 1:2:4. Aquacel Ag Extra -sidos, joka sisältää 1,2 % hopeakloridia (Ag1+) (ConvaTec, Deeside, Iso-Britannia)13, ja Aquacel Ag + Extra -sidos, joka sisältää 1,2 % hopeakloridia (Ag1+), EDTA:ta ja bentsetoniumkloridia (ConvaTec, Deeside, Iso-Britannia)14.
Tässä tutkimuksessa käytetyt kannat olivat Pseudomonas aeruginosa NCTC 10781 (Public Health England, Salisbury) ja Staphylococcus aureus NCTC 6571 (Public Health England, Salisbury).
Bakteereja kasvatettiin yön yli Muller-Hinton-liemessä (Oxoid, Altrincham, Iso-Britannia). Yön yli kasvatettu viljelmä laimennettiin sitten suhteessa 1:100 Mueller-Hinton-liemessä ja 200 µl levitettiin steriileille 0,2 µm:n Whatman-sykloporikalvoille (Whatman plc, Maidstone, Iso-Britannia) Mueller-Hinton-agarlevyille (Sigma-Aldrich Company Ltd, Kent, Iso-Britannia). ) Kolonioiden biofilmien muodostuminen 37 °C:ssa 24 tunnin ajan. Näitä koloniabiofilmejä testattiin logaritmisen kutistumisen suhteen.
Leikkaa sidos 3 cm2:n neliönmuotoisiksi paloiksi ja kostuta ne steriilillä deionisoidulla vedellä. Aseta sidos yhdyskunnan biofilmin päälle agarlevylle. Biofilmiä poistettiin 24 hehtaarin välein, ja biofilmin sisältämät elinkelpoiset bakteerit (CFU/ml) kvantifioitiin sarjalaimennuksella (10−1 - 10−7) Day-Angle-neutralisaatioliemessä (Merck-Millipore). 24 tunnin inkuboinnin jälkeen 37 °C:ssa laskettiin standardilevylaskenta Mueller-Hinton-agarlevyillä. Jokainen käsittely ja ajankohta tehtiin kolmena rinnakkaismäärityksenä, ja levylaskenta toistettiin jokaiselle laimennukselle.
Sian vatsanahka saadaan naaraspuolisista suurista valkoisista sioista 15 minuutin kuluessa teurastuksesta Euroopan unionin vientistandardien mukaisesti. Nahka ajeltiin ja puhdistettiin alkoholipyyhkeillä, minkä jälkeen se pakastettiin -80 °C:ssa 24 tuntia nahan elottomaksi tekemiseksi. Sulatuksen jälkeen 1 cm2:n nahkapalat pestiin kolme kertaa PBS:llä, 0,6 % natriumhypokloriittilla ja 70 % etanolilla 20 minuutin ajan joka kerta. Ennen epidermiksen poistamista jäljelle jäänyt etanoli poistettiin pesemällä kolme kertaa steriilissä PBS:ssä. Nahkaa viljeltiin 6-kuoppalevyllä, jonka päällä oli 0,45 μm paksu nailonkalvo (Merck-Millipore) ja kolme imukykyistä tyynyä (Merck-Millipore), jotka sisälsivät 3 ml naudan sikiön seerumia (Sigma), johon oli lisätty 10 % Dulbeccon modifioitua Eagle-elatusainetta (Dulbeccon modifioitu Eagle-elatusaine – Aldrich Ltd.).
Koloniaaliset biofilmit kasvatettiin biofilmille altistustutkimuksissa kuvatulla tavalla. Kun biofilmiä oli viljelty kalvolla 72 tuntia, se kiinnitettiin ihon pinnalle steriilillä inokulaatiosilmukalla ja kalvo poistettiin. Biofilmiä inkuboitiin sitten sian dermiksessä vielä 24 tuntia 37 °C:ssa, jotta biofilm kypsyi ja kiinnittyi sian ihoon. Kun biofilmi oli kypsynyt ja kiinnittynyt, ihon pinnalle kiinnitettiin 1,5 cm2:n kokoinen, steriilillä tislatulla vedellä kostutettu side ja inkuboitiin 37 °C:ssa 24 tuntia. Elinkelpoiset bakteerit visualisoitiin värjäämällä levittämällä tasaisesti PrestoBlue-solujen elinkykyä osoittavaa reagenssia (Invitrogen, Life Technologies, Paisley, Iso-Britannia) kunkin eksplantaatin apikaaliselle pinnalle ja inkuboimalla sitä 5 minuuttia. Käytä Leica DFC425 -digitaalikameraa ottaaksesi kuvia välittömästi Leica MZ8 -mikroskoopilla. Vaaleanpunaiseksi värjätyt alueet kvantifioitiin Image Pro -ohjelmiston versiolla 10 (Media Cybernetics Inc, Rockville, MD Image-Pro (mediacy.com)). Skannaava elektronimikroskopia suoritettiin alla kuvatulla tavalla.
Yön yli kasvatetut bakteerit laimennettiin 1:100 Mueller-Hinton-liemessä. 200 μl viljelmää lisättiin steriiliin 0,2 μm:n Whatman-sykloporikalvoon (Whatman, Maidstone, Iso-Britannia) ja levitettiin Mueller-Hinton-agarille. Biofilmilevyjä inkuboitiin 37 °C:ssa 72 tuntia kypsän biofilmin muodostumisen mahdollistamiseksi.
Kolmen päivän biofilmin kypsytyksen jälkeen 3 cm2:n neliöside asetettiin suoraan biofilmille ja inkuboitiin 37 °C:ssa 24 tuntia. Kun side oli poistettu biofilmin pinnalta, kunkin biofilmin pinnalle lisättiin 1 ml PrestoBlue Cell Viability Reagent -liuosta (Invitrogen, Waltham, MA) 20 sekunniksi. Pinnat kuivattiin ennen kuin värimuutokset tallennettiin Nikon D2300 -digikameralla (Nikon UK Ltd., Kingston, Iso-Britannia).
Valmistele yön yli -viljelmät Mueller-Hinton-agarille, siirrä yksittäiset pesäkkeet 10 ml:aan Mueller-Hinton-lientä ja inkuboi ravistelijassa 37 °C:ssa (100 rpm). Yön yli -inkubaation jälkeen viljelmä laimennettiin suhteessa 1:100 Mueller-Hinton-liemessä ja 300 µl tiputettiin 0,2 µm:n pyöreälle Whatman-sykloporikalvolle (Whatman International, Maidstone, Iso-Britannia) Mueller-Hinton-agarilla ja inkuboitiin 37 °C:ssa 72 tunnin ajan. Kypsä biofilmi levitettiin haavalle alla kuvatulla tavalla.
Kaikki eläinten kanssa tehty työ tehtiin Manchesterin yliopistossa eläinten hyvinvoinnin ja eettisen tarkastelun toimiston (P8721BD27) hyväksymän projektilisenssin nojalla ja sisäministeriön vuoden 2012 tarkistetun ASPA:n mukaisesti julkaisemien ohjeiden mukaisesti. Kaikki kirjoittajat noudattivat saapumisohjeita. Kaikissa in vivo -tutkimuksissa käytettiin kahdeksan viikon ikäisiä C57BL/6j-hiiriä (Envigo, Oxon, Iso-Britannia). Hiiret nukutettiin isofluraanilla (Piramal Critical Care Ltd, West Drayton, Iso-Britannia) ja niiden selkäpinnat ajeltiin ja puhdistettiin. Jokaiselle hiirelle tehtiin sitten 2 × 6 mm:n kokoinen poistohaava Stiefel-biopsialeikkurilla (Schuco International, Hertfordshire, Iso-Britannia). Biofilmin infektoimiin haavoihin levitetään 72 tuntia vanhaa, edellä kuvatulla tavalla kasvatettua biofilmiä haavan ihokerrokseen steriilillä inokulaatiosilmukalla välittömästi vamman jälkeen ja kalvo hävitetään. Yksi neliösenttimetri sidosta kostutetaan steriilillä vedellä kostean haavaympäristön ylläpitämiseksi. Sidokset asetettiin suoraan jokaiseen haavaan ja peitettiin 3M Tegaderm-kalvolla (3M, Bracknell, Iso-Britannia) ja reunojen ympärille levitetyllä Mastisol-nestemäisellä liimalla (Eloquest Healthcare, Ferndale, MI) lisätartunnan aikaansaamiseksi. Buprenorfiinia (Animalcare, York, Iso-Britannia) annettiin kipulääkkeeksi 0,1 mg/kg pitoisuudella. Hiiret lopetettiin kolme päivää vammautumisen jälkeen käyttämällä schedule 1 -menetelmää ja haava-alue poistettiin, puolitettiin ja säilytettiin tarpeen mukaan.
Hematoksyliini- (ThermoFisher Scientific) ja eosiinivärjäys (ThermoFisher Scientific) tehtiin valmistajan ohjeiden mukaisesti. Haavan pinta-ala ja uudelleenepitelisaatio kvantifioitiin Image Pro -ohjelmistolla versio 10 (Media Cybernetics Inc, Rockville, MD).
Kudosleikkeet vahattiin ksyleenissä (ThermoFisher Scientific, Loughborough, Iso-Britannia), ne rehydroitiin 100–50 %:lla etanolia ja upotettiin hetkeksi deionisoituun veteen (ThermoFisher Scientific). Immunohistokemia suoritettiin VectaStain Elite ABC PK-6104 -pakkauksella (Vector Laboratories, Burlingame, Kalifornia) valmistajan ohjeiden mukaisesti. Primaariset vasta-aineet neutrofiilejä NIMP-R14 (Thermofisher Scientific) ja makrofageja Ms CD107b Pure M3/84 (BD Biosciences, Wokingham, Iso-Britannia) vastaan laimennettiin suhteessa 1:100 estoliuoksella ja lisättiin leikkauspinnalle, minkä jälkeen lisättiin kaksi vasta-ainetta: Anti-, VectaStain ABC ja Vector Nova Red Peroxidase (HRP) -substraattipakkaus (Vector Laboratories, Burlingame, Kalifornia) ja vastavärjättiin hematoksyliinillä. Kuvat otettiin Olympus BX43 -mikroskoopilla ja Olympus DP73 -digikameralla (Olympus, Southend-on-Sea, Iso-Britannia).
Ihonäytteet kiinnitettiin 2,5 % glutaraldehydiä ja 4 % formaldehydiä sisältävään 0,1 M HEPES-liuokseen (pH 7,4) 24 tunnin ajan 4 °C:ssa. Näytteet dehydratoitiin käyttämällä gradoitua etanolia ja kuivattiin CO2:ssa käyttäen Quorum K850 -kriittisen pisteen kuivainta (Quorum Technologies Ltd, Loughton, Iso-Britannia) ja ruiskupinnoitettiin kulta-palladiumseoksella käyttäen Quorum SC7620 -miniruiskutus-/hohtopurkausjärjestelmää. Näytteet kuvattiin FEI Quanta 250 -skannauselektronimikroskoopilla (ThermoFisher Scientific) haavan keskipisteen visualisoimiseksi.
Toto-1-jodidia (2 μM) levitettiin poistetun hiiren haavan pinnalle ja inkuboitiin 5 minuuttia 37 °C:ssa (ThermoFisher Scientific) ja käsiteltiin Syto-60:lla (10 μM) 37 °C:ssa (ThermoFisher Scientific). 15 minuutin Z-pinokuvat luotiin Leica TCS SP8 -laitteella.
Biologiset ja tekniset toistotiedot taulukoitiin ja analysoitiin Graphpad Prism V9 -ohjelmistolla (GraphPad Software, La Jolla, CA). Yksisuuntaista varianssianalyysia ja useita vertailuja Dunnettin post hoc -testin avulla käytettiin testaamaan eroja kunkin käsittelyn ja ei-antimikrobisen kontrollisidoksen välillä. P-arvoa < 0,05 pidettiin tilastollisesti merkitsevänä.
Hopeageelikuituisten sidosten tehokkuutta arvioitiin ensin Staphylococcus aureus- ja Pseudomonas aeruginosa -biofilmipesäkkeitä vastaan in vitro. Hopeasidokset sisältävät erilaisia hopeakoostumuksia: perinteiset hopeasidokset tuottavat Ag1+-ioneja; hopeasidokset, jotka voivat tuottaa Ag1+-ioneja EDTA/BC:n lisäämisen jälkeen, voivat tuhota biofilmimatriisin ja altistaa bakteerit hopealle hopea-ionien antibakteerisen vaikutuksen alaisena.15 Hopeasidokset sisältävät hapettuneita Ag-suoloja, jotka tuottavat Ag1+-, Ag2+- ja Ag3+-ioneja. Sen tehokkuutta verrattiin geelimäisistä kuiduista valmistettuun ei-antimikrobiseen kontrollisidokseen. Biofilmissä jäljellä olevia elinkelpoisia bakteereja arvioitiin 24 tunnin välein 8 päivän ajan (kuva 1). Päivänä 5 biofilmiin inokuloitiin uudelleen 3,85 × 105S. Staphylococcus aureus- tai 1,22 × 105P. aeruginosa -liuosta biofilmin toipumisen arvioimiseksi. Verrattuna ei-antimikrobisiin kontrollisidoksiin Ag1+-sidoksilla oli minimaalinen vaikutus bakteerien elinkykyyn Staphylococcus aureus- ja Pseudomonas aeruginosa -biofilmeissä 5 päivän aikana. Sitä vastoin hapetettua Ag:ta ja Ag1+ + EDTA/BC-suoloja sisältävät sidokset tappoivat tehokkaasti biofilmin bakteereja viiden päivän kuluessa. Toistuvan planktonbakteeri-inokuloinnin jälkeen viidentenä päivänä biofilmin palautumista ei havaittu (kuva 1).
Elinkykyisten bakteerien kvantifiointi Staphylococcus aureus- ja Pseudomonas aeruginosa -biofilmeissä hopeasidosten käsittelyn jälkeen. Staphylococcus aureus- ja Pseudomonas aeruginosa -biofilmipesäkkeitä käsiteltiin hopeasidoksilla tai ei-antimikrobisilla kontrollisidoksilla, ja jäljellä olevien elinkykyisten bakteerien määrä määritettiin 24 tunnin välein. Viiden päivän kuluttua biofilmiin siirrostettiin uudelleen 3,85 × 105S. Staphylococcus aureus tai 1,22 × 105P. Pseudomonas aeruginosa -bakterioplanktonin pesäkkeet muodostettiin yksittäin biofilmin toipumisen arvioimiseksi. Kaaviot osoittavat keskiarvon +/- keskivirheen.
Hopeasidosten vaikutuksen biofilmin elinkykyyn visualisoimiseksi sidokset kiinnitettiin sian iholle ex vivo kasvatettuihin kypsiin biofilmeihin. 24 tunnin kuluttua sidos poistetaan ja biofilmi värjätään sinisellä reaktiivisella väriaineella, jonka elävät bakteerit metaboloivat vaaleanpunaiseksi. Kontrollisidoksilla käsitellyt biofilmit olivat vaaleanpunaisia, mikä viittaa elinkykyisten bakteerien läsnäoloon biofilmissä (kuva 2A). Sitä vastoin Ag oxysols -sidoksella käsitelty biofilmi oli pääasiassa sinistä, mikä osoittaa, että sian ihon pinnalla olevat bakteerit olivat elinkelvottomia bakteereja (kuva 2B). Ag1+-pitoisilla sidoksilla käsitellyissä biofilmeissä havaittiin sekoitettua sinistä ja vaaleanpunaista väriä, mikä viittaa elinkykyisten ja elinkelvottomien bakteerien läsnäoloon biofilmissä (kuva 2C), kun taas Ag1+:aa sisältävät EDTA/BC-sidokset olivat pääasiassa sinisiä ja niissä oli joitakin vaaleanpunaisia täpliä, mikä osoittaa alueita, joihin hopeasidos ei ollut vaikuttanut (kuva 2D). Aktiivisten (vaaleanpunainen) ja inaktiivisten (sininen) alueiden kvantifiointi osoitti, että kontrollilaastari oli 75 % aktiivinen (kuva 2E). Ag1+ + EDTA/BC-sidokset toimivat samalla tavalla kuin hapetetut Ag-suolasidokset, ja niiden eloonjäämisasteet olivat 13 % ja 14 %. Ag1+-sidos vähensi myös bakteerien elinkykyä 21 %. Näitä biofilmejä tutkittiin sitten pyyhkäisyelektronimikroskopialla (SEM). Kontrollisidoksen ja Ag1+-sidoksen käsittelyn jälkeen sian ihoa peitti Pseudomonas aeruginosa -kerros (kuva 2F, H), kun taas Ag1+-sidoksen käsittelyn jälkeen bakteerisoluja havaittiin vain vähän ja niiden alla oli vain vähän bakteerisoluja. Kollageenikuituja voidaan pitää sian ihon kudosrakenteena (kuva 2G). Ag1+ + EDTA/BC-sidoksen käsittelyn jälkeen bakteeriplakit ja niiden alla olevat kollageenikuituplakit olivat näkyvissä (kuva 2I).
Pseudomonas aeruginosa -biofilmin visualisointi hopeasidoskäsittelyn jälkeen. (A–D) Sian iholle kasvatettujen Pseudomonas aeruginosa -biofilmien bakteerien elinkykyä visualisoitiin PrestoBlue-elinkelpoisuusvärillä 24 tuntia hopeasidosten tai ei-antimikrobisten kontrollisidosten käsittelyn jälkeen. Elävät bakteerit ovat vaaleanpunaisia, elinkelvottomat bakteerit ja sian iho sinisiä. (E) Sian iholle kasvatettujen Pseudomonas aeruginosa -biofilmien (vaaleanpunainen täplä) kvantifiointi pyyhkäisyelektronimikroskopialla Image Pro versio 10 (FI) ja käsitelty hopeasidoksella tai ei-antimikrobisella kontrollisidoksella 24 tunnin ajan. SEM-skaalapalkki = 5 µm. (J–M) Koloniaalibiofilmit kasvoivat suodattimilla ja värjättiin PrestoBlue-reaktiivisella väriaineella 24 tunnin hopeasidosten kanssa inkuboinnin jälkeen.
Jotta voitaisiin määrittää, vaikuttiko sidosten ja biofilmien välinen läheinen kosketus sidosten tehokkuuteen, tasaiselle alustalle asetettuja koloniabiofilmejä käsiteltiin sidoksilla 24 tunnin ajan ja värjättiin sitten reaktiivisilla väriaineilla. Käsittelemätön biofilm oli väriltään tummanpunainen (kuva 2J). Toisin kuin hapettuneita Ag-suoloja sisältävillä sidoksilla käsitellyt biofilmit (kuva 2K), Ag1+- tai Ag1+ + EDTA/BC-sidoksilla käsitellyissä biofilmeissä oli vaaleanpunaisia värjäytymisjuovia (kuva 2L, M). Tämä vaaleanpunainen väri osoittaa elinkelpoisten bakteerien läsnäoloa ja liittyy sidoksen ommelalueeseen. Nämä ommellut alueet luovat kuolleita tiloja, jotka mahdollistavat biofilmin sisällä olevien bakteerien selviytymisen.
Hopeasidosten tehokkuuden arvioimiseksi in vivo käsiteltiin täysisyvisiä poistettuja haavoja hiiriltä, jotka olivat saaneet kypsät S. aureus- ja P. aeruginosa -biofilmit, ei-antimikrobisilla kontrollisidoksilla tai hopeasidoksilla. Kolmen päivän hoidon jälkeen makroskooppinen kuva-analyysi osoitti pienempiä haavakokoja, kun niitä käsiteltiin hapetetuilla suolasidoksilla verrattuna ei-antimikrobisiin kontrollisidoksiin ja muihin hopeasidoksiin (kuva 3A-H). Näiden havaintojen vahvistamiseksi haavat kerättiin ja haava-alue ja epiteelin uudelleenmuodostus kvantifioitiin hematoksyliini- ja eosiinivärjätyistä kudosleikkeistä käyttäen image pro -ohjelmiston versiota 10 (kuva 3I-L).
Hopeisten sidosten vaikutus haavan pintaan ja biofilmeillä infektoituneiden haavojen epitelisoituminen uudelleen. (A–H) Pienet solut, jotka on infektoitu Pseudomonas aeruginosan (A–D) ja Staphylococcus aureuksen (E–H) biofilmeillä kolmen päivän käsittelyn jälkeen ei-antimikrobisella kontrollisidoksella, hapetetulla Ag-suolasidoksella, Ag1+-sidoksella ja Ag1+-sidoksella. Edustavat makroskooppiset kuvat. Hiirten haavat, joissa on Ag1+ + EDTA/BC-sidos. (IL) Edustavat Pseudomonas aeruginosa -infektion kuvat, histologiset leikkeet värjättiin hematoksyliinillä ja eosiinilla, joita käytettiin haava-alueen ja epiteelin uudistumisen kvantifiointiin. Haava-alueen (M, O) ja epitelisoitumisprosentin (N, P) kvantifiointi Pseudomonas aeruginosan (M, N) ja Staphylococcus aureuksen (O, P) biofilmeillä infektoituneissa haavoissa (hoitoryhmää kohden n = 12). Kaaviot osoittavat keskiarvon +/- keskivirheen. * tarkoittaa p = < 0,05 ** tarkoittaa p = < 0,01; Makroskooppinen mittakaava = 2,5 mm, histologinen mittakaava = 500 µm.
Pseudomonas aeruginosa -biofilmin infektoimien haavojen haava-alueen kvantifiointi (kuva 3M) osoitti, että Ag-oksisuoloilla käsiteltyjen haavojen keskimääräinen haavan koko oli 2,5 mm2, kun taas ei-antimikrobisen kontrollisidoksen keskimääräinen haavan koko oli 3,1 mm2, mikä ei pidä paikkaansa. Ero saavutti tilastollisen merkitsevyyden (kuva 3M). p = 0,423). Ag1+- tai Ag1+ + EDTA/BC-sidoksella käsitellyissä haavoissa ei havaittu haava-alueen pienenemistä (3,1 mm2 ja 3,6 mm2). Hapetetulla Ag-suolasidoksella käsittely edisti epitelisaation uudelleenmuodostumista enemmän kuin ei-antimikrobinen kontrollisidos (34 % ja 15 %; p = 0,029) ja Ag1+- tai Ag1+ + EDTA/BC-sidos (10 % ja 11 %) (kuva 3N).
Samanlaisia haava-alueen ja epiteelin uudistumisen trendejä havaittiin S. aureus -biofilmillä infektoiduissa haavoissa (kuva 3O). Hapetettuja hopeasuoloja sisältävät sidokset pienensivät haava-aluetta (2,0 mm2) 23 % verrattuna kontrolliryhmään, jossa ei ollut antimikrobista sidosta (2,6 mm2), vaikka tämä pieneneminen ei ollutkaan merkitsevää (p = 0,304) (kuva 3O). Lisäksi Ag1+-hoitoryhmän haava-alue pieneni hieman (2,4 mm2), kun taas Ag1+ + EDTA/BC-sidoksella käsitelty haava ei pienentänyt haava-aluetta (2,9 mm2). Ag:n happisuolat edistivät myös S. aureus -biofilmillä infektoituneiden haavojen (31 %) epitelisoitumista enemmän kuin mikrobittomilla kontrollisidoksilla käsitellyissä haavoissa (12 %, p = 0,003) (kuva 3P). Ag1+-sidos (16 %, p = 0,903) ja Ag+1 + EDTA/BC-sidos (14 %, p = 0,965) osoittivat epiteelin uudistumisen olevan samanlaista kuin kontrolliryhmässä.
Hopeasidosten vaikutuksen biofilmimatriisiin visualisoimiseksi suoritettiin Toto 1- ja Syto 60 -jodidivärjäykset (kuva 4). Toto 1 -jodidi on soluja läpäisemätön väriaine, jota voidaan käyttää visualisoimaan tarkasti solunulkoisia nukleiinihappoja, joita on runsaasti biofilmien EPS:ssä. Syto 60 on soluja läpäisevä väriaine, jota käytetään vastavärjäyksenä16. Havainnot Toto 1- ja Syto 60 -jodidista haavoissa, jotka oli inokuloitu Pseudomonas aeruginosan (kuva 4A-D) ja Staphylococcus aureuksen (kuva 4I-L) biofilmeillä, osoittivat, että kolmen päivän sidoskäsittelyn jälkeen biofilmin EPS oli vähentynyt merkittävästi. Hopeasidokset, jotka sisälsivät hapettuneita suoloja Ag ja Ag1+ + EDTA/BC. Ag1+-sidokset ilman muita antibioottifilmkomponentteja vähensivät merkittävästi soluvapaata DNA:ta Pseudomonas aeruginosan kanssa inokuloiduissa haavoissa, mutta olivat vähemmän tehokkaita Staphylococcus aureuksen kanssa inokuloiduissa haavoissa.
Haavan biofilmin in vivo -kuvaus kolmen päivän käsittelyn jälkeen kontrolli- tai hopeasidoksilla. Pseudomonas aeruginosan (A–D) ja Staphylococcus aureuksen (I–L) konfokaalikuvat Toto 1:llä (vihreä) värjättynä solunulkoisten nukleiinihappojen, jotka ovat osa solunulkoisia biofilmpolymeerejä, visualisoimiseksi. Solunsisäisten nukleiinihappojen värjäämiseen käytetään Syto 60:tä (punainen). Haavat. P. Pseudomonas aeruginosan (E–H) ja Staphylococcus aureuksen (M–P) biofilmeillä infektoituneiden haavojen pyyhkäisyelektronimikroskopia kolmen päivän käsittelyn jälkeen kontrolli- ja hopeasidoksilla. SEM-skaala = 5 µm. Konfokaalikuvantamisen skaala = 50 µm.
Pyyhkäisyelektronimikroskopia osoitti, että hiirillä, joihin oli inokuloitu Pseudomonas aeruginosa (kuva 4E-H) ja Staphylococcus aureus (kuva 4M-P) -biofilmipesäkkeitä, oli merkittävästi vähemmän bakteereja haavoissaan kolmen päivän hoidon jälkeen, jossa käytettiin ainoastaan hopeasidoksia.
Hopeasidosten vaikutuksen arvioimiseksi haavan tulehdukseen biofilmillä infektoiduilla hiirillä, kontrolli- tai hopeasidoksilla 3 päivän ajan käsitellyt biofilmillä infektoidut haavat värjättiin immunohistokemiallisesti neutrofiileille ja makrofageille spesifisillä vasta-aineilla. Neutrofiilien ja makrofagien kvantitatiivinen määritys sisäisesti. granulaatiokudos. Kuva 5). Kaikki hopeasidokset vähensivät neutrofiilien ja makrofagien määrää Pseudomonas aeruginosa -infektion saastuttamissa haavoissa verrattuna ei-antimikrobisiin kontrollisidoksiin kolmen päivän hoidon jälkeen. Hapetetulla hopeasuolasidoksella käsittely johti kuitenkin suurempaan neutrofiilien (p = <0,0001) ja makrofagien (p = <0,0001) vähenemiseen verrattuna muihin testattuihin hopeasidoksiin (kuva 5I, J). Vaikka Ag1+ + EDTA/BC:llä oli suurempi vaikutus haavan biofilmiin, se vähensi neutrofiilien ja makrofagien määrää vähemmän kuin Ag1+-sidos. Kohtalaisen koviksi S. aureus -biofilmillä infektoituneita haavoja havaittiin myös Ag- (p = <0,0001), Ag1+ (p = 0,0008) ja Ag1++ EDTA/BC (p = 0,0043) oksisoleilla sidottujen haavan jälkeen verrattuna kontrolliryhmään (kuva 5K). Samanlaisia trendejä havaitaan neutropenian tapauksessa. Kuitenkin vain hapettunut Ag-suolasidos osoitti merkittävää makrofagien määrän vähenemistä granulaatiokudoksessa verrattuna kontrolliryhmään S. aureus -biofilmillä infektoiduissa haavoissa (p = 0,0339) (kuva 5L).
Neutrofiilien ja makrofagien määrä määritettiin Pseudomonas aeruginosa- ja Staphylococcus aureus -biofilmeillä infektoiduissa haavoissa kolmen päivän käsittelyn jälkeen ei-antimikrobisilla kontrolli- tai hopeasidoksilla. Neutrofiilien (AD) ja makrofagien (EH) määrä määritettiin kudosleikkeistä, jotka oli värjätty neutrofiileille tai makrofageille spesifisillä vasta-aineilla. Neutrofiilien (I ja K) ja makrofagien (J ja L) määrä määritettiin Pseudomonas aeruginosa- (I ja J) ja Staphylococcus aureus - (K ja L) -biofilmeillä infektoiduissa haavoissa. N = 12 ryhmää kohden. Kaaviot osoittavat keskiarvon +/- keskivirheen, merkitsevyysarvot verrattuna ei-antibakteeriseen kontrollisidokseen, * tarkoittaa p = < 0,05, ** tarkoittaa p = < 0,01; *** tarkoittaa p = < 0,001; osoittaa p = < 0,0001).
Seuraavaksi arvioimme hopeasidosten vaikutusta infektiosta riippumattomaan paranemiseen. Infektoimattomia leikkaushaavoja hoidettiin ei-antimikrobisella kontrollisidoksella tai hopeasidoksella kolmen päivän ajan (kuva 6). Testatuista hopeasidoksista vain hapetetulla suolasidoksella käsitellyt haavat näyttivät makroskooppisissa kuvissa pienemmiltä kuin kontrolliryhmällä käsitellyt haavat (kuva 6A-D). Haava-alueen kvantifiointi histologisella analyysillä osoitti, että keskimääräinen haava-alue Ag-oxysols-sidoksella käsittelyn jälkeen oli 2,35 mm2 verrattuna kontrolliryhmällä hoidettujen haavojen 2,96 mm2:iin, mutta tämä ero ei ollut tilastollisesti merkitsevä (p = 0,488) (kuva 6I). Sitä vastoin haava-alueella ei havaittu pienenemistä Ag1+ (3,38 mm2, p = 0,757) tai Ag1+ + EDTA/BC (4,18 mm2, p = 0,054) -sidoksilla käsittelyn jälkeen verrattuna kontrolliryhmään. Ag-oxysol-sidoksella havaittiin lisääntynyttä epiteelin uudistumista verrattuna kontrolliryhmään (30 % vs. 22 %). Vaikka tämä ei ollutkaan merkitsevää (p = 0,067), se on varsin merkittävää ja vahvistaa aiempia tuloksia. Oxysol-sidos edistää epitelin uudelleenmuodostusta. -Infektoitumattomien haavojen epitelisaatio17. Sitä vastoin Ag1+- tai Ag1+ + EDTA/BC-sidoksilla ei ollut vaikutusta tai uudelleenepitelisaatio väheni kontrolliryhmään verrattuna.
Hopeisen haavasidoksen vaikutus haavan paranemiseen infektoimattomilla hiirillä, joille tehtiin täydellinen resektio. (AD) Edustavat makroskooppiset kuvat haavoista kolmen päivän hoidon jälkeen ei-antimikrobisella kontrollisidoksella ja hopeisella sidoksella. (EH) Edustavat haavaleikkeet, värjätty hematoksyliinillä ja eosiinilla. Haava-alueen (I) ja uudelleenepitelisaation prosenttiosuuden (J) kvantifiointi laskettiin haavan keskikohdasta otetuista histologisista leikkeistä käyttämällä kuva-analyysiohjelmistoa (n = 11–12 hoitoryhmää kohden). Kaaviot osoittavat keskiarvon +/- keskivirheen. * keskiarvot p = <0,05.
Hopealla on pitkä käyttöhistoria antimikrobisena hoitona haavanhoidossa, mutta monet erilaiset formulaatiot ja antomenetelmät voivat johtaa eroihin antimikrobisessa tehossa 18. Lisäksi tiettyjen hopeanantojärjestelmien antibioottifilm-ominaisuuksia ei täysin ymmärretä. Vaikka isännän immuunivaste on suhteellisen tehokas planktonisia bakteereja vastaan, se on yleensä vähemmän tehokas biofilmejä vastaan 19. Makrofagit fagosytoivat planktonisia bakteereja helposti, mutta biofilmien sisällä aggregoituneet solut aiheuttavat lisäongelmia rajoittamalla isännän vastetta siinä määrin, että immuunisolut voivat läpikäydä apoptoosin ja vapauttaa tulehdusta edistäviä tekijöitä immuunivasteen tehostamiseksi 20. On havaittu, että jotkut leukosyytit voivat tunkeutua biofilmeihin 21, mutta eivät pysty fagosytoimaan bakteereja, kun tämä puolustus on heikentynyt 22. Isännän immuunivasteen tukemiseksi haavan biofilmi-infektiota vastaan tulisi käyttää kokonaisvaltaista lähestymistapaa. Haavan puhdistus voi fyysisesti hajottaa biofilmin ja poistaa suurimman osan biokuormasta, mutta isännän immuunivaste voi olla tehoton jäljellä olevaa biofilmiä vastaan, varsinkin jos isännän immuunivaste on heikentynyt. Siten antimikrobiset hoidot, kuten hopeasidokset, voivat tukea isännän immuunivastetta ja poistaa biofilmi-infektiot. Koostumus, pitoisuus, liukoisuus ja annostelusubstraatti voivat vaikuttaa hopean antimikrobiseen tehoon. Viime vuosina hopean prosessointiteknologian kehitys on tehnyt näistä sidoksista tehokkaampia9,23. Hopeasidosteknologian kehittyessä on tärkeää ymmärtää näiden sidosten tehokkuus haavainfektioiden hallinnassa ja, mikä tärkeämpää, näiden tehokkaiden hopeamuotojen vaikutus haavaympäristöön ja paranemiseen.
Tässä tutkimuksessa vertasimme kahden edistyneen hopeasidoksen tehokkuutta perinteisiin, Ag1+-ioneja tuottaviin hopeasidoksiin biofilmejä vastaan käyttäen erilaisia in vitro- ja in vivo -malleja. Arvioimme myös näiden sidosten vaikutusta haavaympäristöön ja infektiosta riippumattomaan paranemiseen. Vapautusmatriisin vaikutuksen minimoimiseksi kaikki testatut hopeasidokset koostuivat karboksimetyyliselluloosasta.
Näiden hopeasidosten alustava arviointi Pseudomonas aeruginosan ja Staphylococcus aureuksen koloniaa vastaan osoittaa, että toisin kuin perinteiset Ag1+-sidokset, kaksi edistynyttä hopeasidosta, Ag1+ + EDTA/BC ja hapettuneet Ag-suolat, ovat tehokkaita 5-prosenttisesti. Ne tappavat biofilmbakteerit tehokkaasti muutamassa päivässä. Lisäksi nämä sidokset estävät biofilmin uudelleen muodostumisen toistuvan planktonbakteerialtistuksen yhteydessä. Ag1+-sidos sisälsi hopeakloridia, samaa hopeayhdistettä ja perusmatriisia kuin Ag1+ + EDTA/BC, ja sillä oli rajallinen vaikutus bakteerien elinkykyyn biofilmissä samana aikana. Havainto, että Ag1+ + EDTA/BC-sidos oli tehokkaampi biofilmiä vastaan kuin samasta matriisista ja hopeayhdisteestä koostuva Ag1+-sidos, tukee käsitystä, että hopeakloridin tehon lisäämiseksi biofilmiä vastaan tarvitaan lisäaineita, kuten muualla on raportoitu15. Nämä tulokset tukevat ajatusta, että BC:llä ja EDTA:lla on lisärooli sidoksen kokonaistehokkuudessa ja että tämän komponentin puuttuminen Ag1+-sidoksista on saattanut osaltaan vaikuttaa siihen, ettei in vitro -tehoa ole osoitettu. Havaitsimme, että hapetetut Ag-suolasidokset, jotka tuottivat Ag2+- ja Ag3+-ioneja, osoittivat voimakkaampaa antibakteerista tehoa kuin Ag1+ ja samankaltaisilla tasoilla kuin Ag1+ + EDTA/BC. Korkean redox-potentiaalin vuoksi on kuitenkin epäselvää, kuinka kauan Ag3+-ionit pysyvät aktiivisina ja tehokkaina haavan biofilmejä vastaan, ja siksi ne ansaitsevat lisätutkimuksia. Lisäksi on olemassa monia erilaisia sidoksia, jotka tuottavat Ag1+-ioneja, joita ei testattu tässä tutkimuksessa. Nämä sidokset koostuvat erilaisista hopeayhdisteistä, pitoisuuksista ja perusmatriiseista, jotka voivat vaikuttaa Ag1+-ionien kulkeutumiseen ja niiden tehokkuuteen biofilmejä vastaan. On myös syytä huomata, että haavasidosten tehokkuuden arvioimiseksi biofilmejä vastaan käytetään monia erilaisia in vitro- ja in vivo -malleja. Käytetty malli sekä näissä malleissa käytettyjen väliaineiden suola- ja proteiinipitoisuus vaikuttavat sidoksen tehokkuuteen. In vivo -mallissamme annoimme biofilmin kypsyä in vitro ja siirsimme sen sitten haavan ihopinnalle. Isännän hiiren immuunivaste on suhteellisen tehokas haavaan levitettyjä planktonbakteereja vastaan, jolloin muodostuu biofilmi haavan paraneessa. Kypsän biofilmin lisääminen haavaan rajoittaa isännän immuunivasteen tehokkuutta biofilmin muodostumiseen, koska se antaa kypsän biofilmin vakiinnuttaa asemansa haavassa ennen kuin paraneminen voi alkaa. Näin ollen mallimme avulla voimme arvioida antimikrobisten sidosten tehokkuutta kypsissä biofilmeissä ennen kuin haavat alkavat parantua.
Havaitsimme myös, että sidoksen istuvuus vaikutti hopeasidosten tehokkuuteen in vitro -kasvatetuissa biofilmeissä ja sian iholla. Läheinen kosketus haavan kanssa on kriittistä sidoksen antimikrobisen tehon kannalta24,25. Hapetettuja Ag-suoloja sisältävät sidokset olivat läheisessä kosketuksessa kypsien biofilmien kanssa, mikä johti elinkelpoisten bakteerien määrän merkittävään vähenemiseen biofilmissä 24 tunnin kuluttua. Sitä vastoin Ag1+- ja Ag1+ + EDTA/BC-sidoksilla käsitellyissä sidoksissa oli jäljellä merkittävä määrä elinkelpoisia bakteereja. Näissä sidoksissa on ompeleita koko sidoksen pituudelta, mikä luo kuolleita tiloja, jotka estävät läheisen kosketuksen biofilmiin. In vitro -tutkimuksissamme nämä kosketuksettomat alueet estivät elinkelpoisten bakteerien tappamisen biofilmissä. Arvioimme bakteerien elinkelpoisuutta vasta 24 tunnin käsittelyn jälkeen. Ajan myötä, kun sidos kyllästyy, kuollutta tilaa voi olla vähemmän, mikä vähentää näiden elinkelpoisten bakteerien pinta-alaa. Tämä kuitenkin korostaa sidoksen koostumuksen merkitystä, ei pelkästään sidoksen hopean tyypin.
Vaikka in vitro -tutkimukset ovat hyödyllisiä eri hopeateknologioiden tehokkuuden vertailemisessa, on myös tärkeää ymmärtää näiden sidosten vaikutukset biofilmeihin in vivo, jossa isäntäkudos ja immuunivasteet vaikuttavat sidosten tehokkuuteen biofilmejä vastaan. Näiden sidosten vaikutusta haavan biofilmeihin havaittiin pyyhkäisyelektronimikroskopialla ja biofilmin EPS-värjäyksellä käyttäen solunsisäisiä ja solunulkoisia DNA-värejä. Havaitsimme, että kolmen päivän hoidon jälkeen kaikki sidokset vähensivät tehokkaasti soluvapaata DNA:ta biofilmillä infektoiduissa haavoissa, mutta Ag1+-sidos oli vähemmän tehokas Staphylococcus aureus -infektoituneissa haavoissa. Pyyhkäisyelektronimikroskopia osoitti myös, että hopeasidoksilla hoidetuissa haavoissa oli merkittävästi vähemmän bakteereja, vaikka tämä oli selvempää hapetetulla Ag-suolasidoksella ja Ag1+ + EDTA/BC-sidoksella verrattuna Ag1+-sidokseen. Nämä tiedot osoittavat, että testatuilla hopeasidoksilla oli vaihtelevaa vaikutusta biofilmin rakenteeseen, mutta mikään hopeasidoksista ei kyennyt hävittämään biofilmiä, mikä tukee kokonaisvaltaisen lähestymistavan tarvetta haavan biofilmi-infektioiden hoidossa; hopeisten käsivarsinauhojen käyttö. Hoitoa edeltää fyysinen puhdistus suurimman osan biofilmistä poistamiseksi.
Krooniset haavat ovat usein vakavassa tulehdustilassa, jossa ylimääräiset tulehdussolut pysyvät haavakudoksessa pitkään, aiheuttaen kudosvaurioita ja kuluttaen haavan tehokkaaseen solujen aineenvaihduntaan ja toimintaan tarvittavaa happea26. Biofilmit pahentavat tätä vihamielistä haavaympäristöä vaikuttamalla negatiivisesti paranemiseen monin eri tavoin, mukaan lukien solujen lisääntymisen ja migraation estyminen sekä tulehdusta edistävien sytokiinien aktivaatio27. Hopeasidosten tehostuessa on tärkeää ymmärtää niiden vaikutus haavaympäristöön ja paranemiseen.
Mielenkiintoista kyllä, vaikka kaikki hopeasidokset vaikuttivat biofilmin koostumukseen, vain hapettuneet hopeasuolasidokset lisäsivät näiden infektoituneiden haavojen epitelisoitumista uudelleen. Nämä tiedot tukevat aiempia havaintojamme17 ja Kalanin ym. (2017)28 havaintoja, jotka osoittivat hapettuneiden hopeasuolojen hyvät turvallisuus- ja toksisuusprofiilit, koska pienemmät hopeapitoisuudet olivat tehokkaita biofilmejä vastaan.
Nykyinen tutkimuksemme korostaa hopeateknologian eroja antimikrobisten hopeasidosten välillä ja tämän teknologian vaikutusta haavaympäristöön ja infektiosta riippumattomaan paranemiseen. Nämä tulokset eroavat kuitenkin aikaisemmista tutkimuksista, jotka ovat osoittaneet, että Ag1+ + EDTA/BC-sidos paransi vaurioituneiden kaninkorvien paranemisparametreja in vivo. Tämä voi kuitenkin johtua eläinmallien, mittausaikojen ja bakteerien levitysmenetelmien eroista29. Tässä tapauksessa haavamittaukset tehtiin 12 päivää vamman jälkeen, jotta sidoksen vaikuttavat aineosat pääsisivät vaikuttamaan biofilmiin pidemmän aikaa. Tätä tukee tutkimus, joka osoitti, että kliinisesti infektoituneiden Ag1+ + EDTA/BC-hoidolla hoidettujen säärihaavojen koko kasvoi aluksi viikon hoidon jälkeen ja sitten seuraavien kolmen Ag1+ + EDTA/BC-hoidon viikon aikana ja neljän viikon kuluessa ei-antimikrobisten lääkkeiden käytöstä. CMC-sidokset haavaumien koon pienentämiseksi30.
Tietyt hopean muodot ja pitoisuudet on aiemmin osoitettu sytotoksiseksi in vitro 11, mutta nämä in vitro -tulokset eivät aina johda haittavaikutuksiin in vivo. Lisäksi hopeateknologian kehitys ja hopeayhdisteiden ja -pitoisuuksien parempi ymmärtäminen sidoksissa ovat johtaneet monien turvallisten ja tehokkaiden hopeasidosten kehittämiseen. Hopeasidosteknologian kehittyessä on kuitenkin tärkeää ymmärtää näiden sidosten vaikutus haavaympäristöön 31,32,33. Aiemmin on raportoitu, että lisääntynyt uudelleenepitelisaationopeus vastaa tulehdusta edistävien M2-makrofagien osuuden kasvua verrattuna tulehdusta edistävään M1-fenotyyppiin. Tämä havaittiin aiemmassa hiirimallissa, jossa hopeahydrogeelihaavasidoksia verrattiin hopeasulfadiatsiiniin ja ei-antimikrobisiin hydrogeeleihin 34.
Kroonisissa haavoissa voi esiintyä liiallista tulehdusta, ja on havaittu, että liiallisten neutrofiilien läsnäolo voi olla haitallista haavan paranemiselle35. Neutrofiilien puutteesta kärsivillä hiirillä tehdyssä tutkimuksessa neutrofiilien läsnäolo hidasti epitelisoitumista. Liiallinen neutrofiilien läsnäolo johtaa korkeisiin proteaasien ja reaktiivisten happilajien, kuten superoksidin ja vetyperoksidin, pitoisuuksiin, jotka liittyvät kroonisiin ja hitaasti paraneviin haavoihin37,38. Samoin makrofagien määrän lisääntyminen, jos sitä ei hallita, voi johtaa viivästyneeseen haavan paranemiseen39. Tämä kasvu on erityisen tärkeää, jos makrofagit eivät pysty siirtymään tulehdusta edistävästä fenotyypistä paranemista edistävään fenotyyppiin, minkä seurauksena haavat eivät pääse pois paranemisen tulehdusvaiheesta40. Havaitsimme neutrofiilien ja makrofagien vähenemisen biofilmillä infektoiduissa haavoissa kolmen päivän hoidon jälkeen kaikilla hopeasidoksilla, mutta lasku oli selvempi hapetettujen suolasidosten kanssa. Tämä lasku voi olla suora seuraus immuunivasteesta hopealle, vastauksesta vähentyneeseen biokuormaan tai haavan myöhemmässä paranemisvaiheessa olemisesta ja siten haavan immuunisolujen vähenemisestä. Tulehduksellisten solujen määrän vähentäminen haavassa voi ylläpitää haavan paranemista edistävää ympäristöä. Vaikutusmekanismi, jolla Ag-oksisuolat edistävät infektiosta riippumatonta paranemista, on epäselvä, mutta Ag-oksisuolojen kyky tuottaa happea ja tuhota haitallisia määriä vetyperoksidia, tulehduksen välittäjää, voi selittää tämän ja vaatii lisätutkimuksia17.
Krooniset, paranemattomat ja tulehtuneet haavat ovat ongelma sekä lääkäreille että potilaille. Vaikka monien sidosten väitetään olevan antimikrobisia, tutkimus keskittyy harvoin muihin haavan mikroympäristöön vaikuttaviin keskeisiin tekijöihin. Tämä tutkimus osoittaa, että eri hopeateknologioilla on erilainen antimikrobinen teho ja, mikä tärkeintä, erilaiset vaikutukset haavan ympäristöön ja paranemiseen infektiosta riippumatta. Vaikka nämä in vitro- ja in vivo -tutkimukset osoittavat näiden sidosten tehokkuuden haavainfektioiden hoidossa ja paranemisen edistämisessä, tarvitaan satunnaistettuja kontrolloituja tutkimuksia näiden sidosten tehokkuuden arvioimiseksi kliinisessä käytännössä.
Tässä tutkimuksessa käytetyt ja/tai analysoidut aineistot ovat saatavilla vastaavalta kirjoittajalta kohtuullisesta pyynnöstä.
Julkaisun aika: 15.7.2024