Kiitos vierailustasi Nature.com. Käyttämäsi selaimessa on rajoitettu CSS -tuki. Parhaat tulokset suosittelemme, että käytät selaimesi uudempaa versiota (tai poista yhteensopivuustilan Internet Explorerissa). Sillä välin jatkuvan tuen varmistamiseksi näytämme sivuston ilman muotoilua tai JavaScriptiä.
Haavojen mikrobien kasvu ilmenee usein biofilmeinä, jotka häiritsevät paranemista ja joita on vaikea hävittää. Uudet hopeasidokset väittävät torjuvan haavainfektioita, mutta niiden antibiofilmien tehokkuus ja infektiosta riippumattomat paranemisvaikutukset eivät yleensä ole tuntemattomia. Käyttämällä in vitro ja in vivo biofilmimallit Staphylococcus aureus- ja Pseudomonas aeruginosasta, ilmoitamme Ag1+ -ionialuontuvien sidosten tehokkuuden; Ag1+ -sidokset, jotka sisältävät etyleenidiaminetraaetikkahappoa ja bentsetoniumkloridia (Ag1+/EDTA/BC) ja hopea -nitraattia (Ag oxysalts) sisältäviä sidoksia. , jotka tuottavat Ag1+, Ag2+ ja Ag3+ -ionit haavan biofilmin torjumiseksi ja sen vaikutukset paranemiseen. AG1+ -sidoksilla oli vähän vaikutuksia haavan biofilmiin in vitro ja hiirissä (C57BL/6J). Sitä vastoin hapetetut AG -suolat ja AG1+/EDTA/BC -sidokset vähensivät merkittävästi biofilmeissä olevien elinkelpoisten bakteerien lukumäärää in vitro ja osoittivat bakteeri- ja EPS -komponenttien merkittävän vähentymisen hiiren haavan biofilmeissä. Näillä sidoksilla oli erilaisia vaikutuksia biofilmiin tartunnan saaneiden ja ei-biofilmien tartunnan saaneiden haavojen paranemiseen. Hapettuneilla suolasidoksilla oli hyödyllisempiä vaikutuksia uudelleenrepitelialisointiin, haavan kokoon ja tulehduksiin verrattuna kontrollikäsittelyihin ja muihin hopeasidoksiin. Hopeasidosten erilaisilla fysikaalis-kemiallisilla ominaisuuksilla voi olla erilaisia vaikutuksia haavan biofilmiin ja paranemiseen, ja tämä tulisi harkita valittaessa sidosta biofilmiin tartunnan saaneiden haavojen käsittelemiseksi.
Krooniset haavat määritellään "haavoiksi, jotka eivät etene paranemisen normaaleissa vaiheissa järjestetyssä ja oikea -aikaisessa tavalla" 1. Krooniset haavat luovat psykologisen, sosiaalisen ja taloudellisen taakan potilaille ja terveydenhuoltojärjestelmälle. Vuotuisten NHS -menojen hoitamiseen haavoihin ja siihen liittyviin lisävaikutuksiin arvioidaan olevan 8,3 miljardia puntaa vuosina 2017–182. Krooniset haavat ovat tällä hetkellä myös kiireellinen ongelma Yhdysvalloissa, ja Medicare arvioi, että potilaat hoitavat vuosittaiset kustannukset 28,1–96,8 miljardia dollaria3.
Infektio on tärkeä tekijä, joka estää haavan paranemista. Infektiot ilmenevät usein biofilmeinä, joita esiintyy 78%: lla paranemattomista kroonisista haavoista. Biofilmit muodostuvat, kun mikro-organismit kiinnitetään peruuttamattomasti pintoihin, kuten haavapintoihin, ja ne voivat yhdistää solunulkoisen polymeerin (EPS) tuottavien yhteisöjen muodostamiseksi. Haavan biofilmiin liittyy lisääntynyt tulehduksellinen vaste, joka johtaa kudosvaurioihin, mikä voi viivästyttää tai estää paranemista4. Kudosvaurioiden lisääntyminen voi johtua osittain matriisimetalloproteinaasien, kollagenaasin, elastaasin ja reaktiivisten happilajien lisääntyneestä aktiivisuudesta5. Lisäksi tulehdukselliset solut ja biofilmit ovat itse korkeat happea kuluttajat, ja siksi ne voivat aiheuttaa paikallista kudoksen hypoksiaa, joka on vähentänyt tehokkaan kudoksen korjaamiseen tarvittavan elintärkeän hapen soluja6.
Aikuiset biofilmit ovat erittäin resistenttejä antimikrobisille aineille, jotka vaativat aggressiivisia strategioita biofilmi -infektioiden hallitsemiseksi, kuten mekaaninen käsittely, jota seuraa tehokas antimikrobinen hoito. Koska biofilmit voivat nopeasti uudistua, tehokkaat mikrobilääkkeet voivat vähentää uudelleenmuodostusriskiä kirurgisen debridement7: n jälkeen.
Hopeaa käytetään yhä enemmän antimikrobisissa sidoksissa, ja sitä käytetään usein ensimmäisen linjan käsittelynä kroonisiin tartunnan saaneisiin haavoihin. Hopeasidoksia on monia kaupallisesti saatavia, joista jokainen sisältää erilaisen hopeakoostumuksen, pitoisuuden ja pohjamatriisin. Hopea -käsivarsinauhojen edistysaskeleet ovat johtaneet uusien hopea -käsivarsinauhojen kehittämiseen. Hopean metallinen muoto (AG0) on inertti; Antimikrobisen tehokkuuden saavuttamiseksi sen on menetettävä elektroni ionisen hopean muodostamiseksi (AG1+). Perinteiset hopeakastikkeet sisältävät hopeayhdisteitä tai metallista hopeaa, jotka altistetaan nesteelle Ag1+ -ionien muodostamiseksi. Nämä Ag1+ -ionien reagoivat bakteerisolun kanssa, poistamalla elektronit rakenteellisista komponenteista tai kriittisten prosessien kanssa, jotka ovat välttämättömiä selviytymiseen. Patentoitu tekniikka on johtanut uuden hopeayhdisteen, Ag Oxysaltsin (hopea -nitraatti, AG7NO11) kehittämiseen, joka sisältyy haavasidoksiin. Toisin kuin perinteinen hopea, happea sisältävien suolojen hajoaminen tuottaa hopeatiloja, joilla on korkeampi valenssi (AG1+, AG2+ja AG3+). In vitro -tutkimukset ovat osoittaneet, että hapettujen hopeasuolojen alhaiset pitoisuudet ovat tehokkaampia kuin yhden ionin hopea (AG1+) patogeenisiä bakteereja, kuten Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus ja Escherichia coli8,9. Toinen uuden tyyppinen hopeakastike sisältää ylimääräisiä ainesosia, nimittäin etyleenidiaminetraaetikkahappoa (EDTA) ja bentsetniumkloridia (BC), joiden on ilmoitettu kohdistavan biofilmien EPS: tä ja lisäävän siten hopean tunkeutumista biofilmiin. Nämä uudet hopeatekniikat tarjoavat uusia tapoja kohdistaa haavabiofilmejä. Näiden mikrobilääkkeiden vaikutus haavaympäristöön ja infektiosta riippumattomaan paranemiseen on kuitenkin tärkeää varmistaa, että ne eivät luo epäsuotuisaa haavaympäristöä tai viivästyttää paranemista. Hopeaa hopeasytoksisuudesta on ilmoitettu, että useilla hopeasidoksilla10,11 on raportoitu. Sytotoksisuutta in vitro ei kuitenkaan ole vielä käännetty in vivo -myrkyllisyyteen, ja useat AG1+ -sidokset ovat osoittaneet hyvän turvallisuusprofiilin12.
Tutkimme tässä karboksimetyyliselluloosastikkeiden tehokkuutta, jotka sisältävät uusia hopeaformulaatioita haavan biofilmiä vastaan in vitro ja in vivo. Lisäksi näiden sidosten vaikutukset immuunivasteisiin ja infektiosta riippumattomiin paranemiseen arvioitiin.
Kaikki käytetyt sidokset olivat kaupallisesti saatavissa. 3M Kerracel-geelikuitukastike (3M, Knutsford, UK) on ei-antimikrobinen 100-prosenttinen karboksimetyyliselluloosa (CMC) -geelikuitukastike, jota käytettiin kontrollidukkeena tässä tutkimuksessa. Arvioitiin kolme antimikrobista CMC -hopeasidettä, nimittäin 3M Kerracel AG -kastike (3M, Knutsford, UK), joka sisältää 1,7 painoprosenttia. Hapetettu hopeasuola (AG7NO11) korkeammissa valenssi -hopea -ioneissa (Ag1+, Ag2+ja Ag3+). Ag7NO11: n, Ag1+: n, Ag2+: n ja Ag3+ -ionien hajoamisen aikana muodostetaan suhteessa 1: 2: 4. Aquacel AG Extra -kastike, joka sisältää 1,2% hopeakloridia (AG1+) (Contratec, Deeside, UK) 13 ja Aquacel AG+ylimääräinen sidos, joka sisältää 1,2% hopeakloridia (AG1+), EDTA: ta ja bensitaattikloridia (Convotec, Deeside, UK) 14.
Tässä tutkimuksessa käytettyjä kantoja olivat Pseudomonas aeruginosa NCTC 10781 (kansanterveys Englanti, Salisbury) ja Staphylococcus aureus NCTC 6571 (kansanterveys Englanti, Salisbury).
Bakteereja kasvatettiin yön yli Muller-Hinton-liemessä (Oxoid, Altrincham, UK). Yökulttuuri laimennettiin sitten 1: 100 Mueller-Hinton-liemessä ja 200 ui pinnoitettuna steriilille 0,2 um Whatman Cyclopore -kalvoille (Whatman Plc, Maidstone, Iso ). ) Colonial Biofilmin muodostuminen 37 ° C: ssa 24 tunnin ajan. Nämä siirtomaabiofilmit testattiin logaritmisen kutistumisen suhteen.
Leikkaa kastike 3 cm2 neliömäisiksi paloiksi ja pre-moisten steriilillä deionisoidulla vedellä. Aseta site agarilevylle olevan pesäkkeen biofilmin päälle. Jokainen 24 hehtaarin biofilmiä poistettiin, ja elinkelpoiset bakteerit biofilmissä (CFU/ml) kvantifioitiin sarjan laimennuksella (10–1-10–7) päiväkulman neutralointilinnissä (Merck-Millipore). 24 tunnin inkubaation jälkeen 37 ° C: ssa suoritettiin vakiolevyn lukumäärät Mueller-Hinton-agarlevyille. Jokainen käsittely ja aikapiste suoritettiin kolmena kappaleena, ja levymäärät toistettiin kutakin laimennusta varten.
Sianlihan vatsan iho saadaan naisten suurista valkoisista sioista 15 minuutin kuluessa teurastuksesta Euroopan unionin vientivaatteiden mukaisesti. Iho ajeltiin ja puhdistettiin alkoholipyyhkeillä, sitten jäädytettiin -80 ° C: ssa 24 tunnin ajan ihon devitalisoimiseksi. Sulauksen jälkeen 1 cm2 ihopalat pestiin kolme kertaa PBS: llä, 0,6% natriumhypokloriitilla ja 70% etanolilla 20 minuutin ajan joka kerta. Ennen orvaskeden poistamista poista jäljellä oleva etanoli pesemällä 3 kertaa steriilissä PBS: ssä. Iho viljeltiin 6-kuoppaisella levyllä, jossa oli 0,45 μm: n paksa nylonikalvo (Merck-Millipore) ja 3 absorboiva tyynyä (Merck-Millipore), joka sisälsi 3 ml: n naudan seerumia (Sigma), jota on täydennetty 10% Dulbeccon modifioituun modifioidulle. Kotka. Medium (Dulbeccon modifioitu Eagle -väliaine - Aldrich Ltd.).
Siirtomaabiofilmejä kasvatettiin biofilmien altistumistutkimuksissa kuvatulla tavalla. Kun biofilmi on viljelty kalvossa 72 tunnin ajan, biofilmi levitettiin ihon pintaan steriilillä inokulaatiosilmukalla ja kalvo poistettiin. Sitten biofilmiä inkuboitiin sian dermissä vielä 24 tunnin ajan 37 ° C: ssa, jotta biofilmi kypsyisi ja tarttui sian ihoon. Kun biofilmi oli kypsynyt ja kiinnittynyt, steriilillä tislatulla vedellä esivalmistettu 1,5 cm2 -kastike levitettiin suoraan ihon pintaan ja inkuboitiin 37 ° C: ssa 24 tunnin ajan. Eläviä bakteereja visualisoitiin värjäämällä tasaisesti levittämällä prestoblue -solujen elinkyky -reagenssia (Invitrogen, Life Technologies, Paisley, UK) kunkin selityksen apikaaliseen pintaan ja inkuboimalla sitä 5 minuutin ajan. Käytä Leica DFC425 -kameralla kuvat heti Leica MZ8 -mikroskoopilla. Värilliset vaaleanpunaiset alueet määritettiin käyttämällä Image Pro -ohjelmistoversiota 10 (Media Cybernetics Inc, Rockville, MD Image-Pro (Mediacy.com)). Skannauselektronimikroskopia suoritettiin alla kuvatulla tavalla.
Yön yli kasvatetut bakteerit laimennettiin 1: 100 Mueller-Hinton-liemessä. 200 μl viljelmää lisättiin steriiliin 0,2 μm Whatman Cyclopore -kalvoon (Whatman, Maidstone, UK) ja päällystettiin Mueller-Hinton-agarille. Biofilmilevyjä inkuboitiin 37 ° C: ssa 72 tunnin ajan kypsien biofilmien muodostumisen mahdollistamiseksi.
Kolmen päivän biofilmin kypsymisen jälkeen 3 cm2 neliösiute asetettiin suoraan biofilmiin ja inkuboitiin 37 ° C: ssa 24 tunnin ajan. Sen jälkeen kun side on poistettu biofilmin pinnalta, kunkin biofilmin pintaan lisättiin 1 ml prestoblue -solujen elinkyky -reagenssia (Invitrogen, Waltham, MA) 20 sekunnin ajan. Pinnat kuivattiin ennen kuin värimuutokset rekisteröitiin käyttämällä Nikon D2300 -kameraa (Nikon UK Ltd., Kingston, UK).
Valmistele yön yli kulttuurit Mueller-Hinton-agarilla, siirrä yksittäiset siirtokunnat 10 ml: n Mueller-Hinton-liemiin ja inkuboi ravistelija 37 ° C: ssa (100 rpm). Yön yli inkubaation jälkeen viljelmä laimennettiin 1: 100 Mueller-Hinton-liemessä ja 300 ui havaittiin 0,2 µm: n ympyrä-Whatman Cyclopore -kalvolle (Whatman International, Maidstone, Iso . . Kypsä biofilmi levitettiin haavaan, kuten alla on kuvattu.
Kaikki eläinten kanssa työskentelevät työt suoritettiin Manchesterin yliopistossa eläinten hyvinvointi- ja eettisen katsauksen toimiston hyväksymän hankkeen lisenssin nojalla (P8721BD27) ja kotitoimiston julkaisemien ohjeiden mukaisesti vuoden 2012 tarkistetun ASPA: n nojalla. Kaikki kirjoittajat tarttuivat saapumisohjeisiin. Kaikissa in vivo -tutkimuksissa käytettiin kahdeksan viikon ikäisiä C57BL/6J-hiiriä (Envigo, Oxon, UK). Hiiret nukutettiin isofluraanilla (Piramal Critical Care Ltd, West Drayton, UK) ja niiden selkäpinnat ajeltiin ja puhdistettiin. Jokaiselle hiirelle annettiin sitten 2 × 6 mm: n leikkaushaava Stiefel Biopsy Punchilla (Schuco International, Hertfordshire, UK). Biofilmiin tartunnan saaneiden haavojen osalta levitä membraaniin kasvatettu 72 tunnin siirtomaabiofilmiä, kuten yllä on kuvattu haavan ihokerrokseen steriilillä ymuttamissilmukkaa heti vamman jälkeen ja hävitä kalvo. Yksi neliö senttimetri pukeutumista on esikäsitetty steriilillä vedellä kostean haavaympäristön ylläpitämiseksi. Sidokset levitettiin suoraan jokaiseen haavaan ja peitettiin 3M Tegaderm -elokuvalla (3M, Bracknell, UK) ja Mastisol -nestemäisen liima (Eloquest Healthcare, Ferndale, MI), jota levitettiin reunojen ympärille lisä tarttumisen aikaansaamiseksi. Buprenorfiinia (Animalcare, York, UK) annettiin pitoisuutena 0,1 mg/kg kipulääkkeenä. Cull -hiiret kolme päivää vamman jälkeen aikataulun 1 menetelmällä ja poista, puolittain ja säilytä haavaalue tarpeen mukaan.
Valmistajan protokollan mukaisesti suoritettiin hematoksyliini (Thermofisher Scientific) ja eosiini (Thermofisher Scientific) -värjäys. Haavaalue ja uudelleenrepitelialisointi kvantifioitiin käyttämällä Image Pro -ohjelmistoversiota 10 (Media Cybernetics Inc, Rockville, MD).
Kudosleikkeet kastettiin ksyleenissä (Thermofisher Scientific, Loughborough, UK), nehydratoitiin 100–50% luokitetulla etanolilla ja upotettiin lyhyesti deionisoidulle vedelle (Thermofisher Scientific). Immunohistokemia suoritettiin käyttämällä Vectastain Elite ABC PK-6104 -pakkausta (Vector Laboratories, Burlingame, CA) valmistajan protokollan mukaisesti. Primaariset vasta-aineet neutrofiileihin NIMP-R14 (Thermofisher Scientific) ja makrofagit MS CD107B Pure M3/84 (BD Biosciences, Wokingham, UK) laimennettiin 1: 100 estämisliuoksessa ja lisättiin leikkauspintaan, jota seurasi 2 vasta-ainetta, Vectastain ABC ja Vector Nova Red Peroxidaasi (HRP) -substraattipakkaus (Vector Laboratories, Burlingame, CA) ja vastustettu hematoksyliinillä. Kuvat hankittiin käyttämällä Olympus BX43 -mikroskooppia ja Olympus DP73-digitaalikameraa (Olympus, Southend-on-Sea, UK).
Ihonäytteet kiinnitettiin 2,5% glutaraldehydiin ja 4% formaldehydiin 0,1 M HEPES: ssä (pH 7,4) 24 tunnin ajan 4 ° C: ssa. Näytteet dehydratoitiin käyttämällä luokittua etanolia ja kuivattiin CO2: ssa käyttämällä Quorum K850 -kriittistä pistekuivainta (Quorum Technologies Ltd, Loughton, UK) ja ruisku, joka oli päällystetty kulta-palladiumseoksella koorumin SC7620-mini-sputtererin/hehkupurkausjärjestelmän avulla. Näytteet kuvattiin käyttämällä FEI Quanta 250: n skannauselektronimikroskooppia (Thermofisher Scientific) haavan keskipisteen visualisoimiseksi.
TOTO-1-jodidia (2 μm) levitettiin hiiren haavan pintaan ja inkuboitiin 5 minuutin ajan 37 ° C: ssa (ThermoFisher Scientific) ja käsiteltiin SYTO-60: lla (10 μM) 37 ° C: ssa (Thermofisher Scientific). 15 minuutin Z-pinokuvat luotiin Leica TCS SP8: lla.
Biologiset ja tekniset toistotiedot taulukoitiin ja analysoitiin GraphPad Prism V9 -ohjelmistolla (GraphPad -ohjelmisto, La Jolla, CA). Yksisuuntaista varianssianalyysiä useiden vertailujen kanssa, joissa käytettiin Dunnettin post hoc -testiä, käytettiin kunkin hoidon ja ei-antimikrobisen kontrollin pukeutumisen erojen testaamiseksi. P -arvoa <0,05 pidettiin merkittävänä.
Hopeageeli -kuitumaisten sidosten tehokkuus arvioitiin ensin Staphylococcus aureuksen ja Pseudomonas aeruginosan biofilmien pesäkkeitä in vitro. Hopeasidokset sisältävät erilaisia hopeakaavia: perinteiset hopeakastikkeet tuottavat Ag1+ -ionit; Hopeasidokset, jotka voivat tuottaa Ag1+ -ionit EDTA/BC: n lisäämisen jälkeen, voivat tuhota biofilmimatriisin ja paljastaa bakteerit hopeaksi hopean antibakteerisen vaikutuksen alla. ionit15 ja sidokset, jotka sisältävät hapettuja Ag -suoloja, jotka tuottavat Ag1+, Ag2+ ja Ag3+ -ionit. Sen tehokkuutta verrattiin ei-antimikrobiseen valvontapukeutumiseen, joka oli valmistettu geelityistä kuiduista. Jäljellä olevat elinkelpoiset bakteerit biofilmissä arvioitiin 24 tunnin välein 8 päivän ajan (kuva 1). Päivänä 5 biofilmi keksittiin 3,85 x 105: llä. Staphylococcus aureus tai 1,22 × 105p. aeruginosa arvioida biofilmien palautumista. Verrattuna ei-antimikrobisten kontrollisidoksiin, AG1+ -sidoksilla oli minimaalinen vaikutus bakteerien elinkykyyn Staphylococcus aureus- ja Pseudomonas aeruginosa -biofilmeissä 5 päivän aikana. Sitä vastoin hapetettuja AG- ja AG1 + + EDTA/BC -suoloja sisältävät sidokset olivat tehokkaita tappamaan biofilmissä 5 päivän kuluessa. Kun toistuu planktonisilla bakteereilla 5 päivänä 5, biofilmin palauttamista ei havaittu (kuva 1).
Elävien bakteerien kvantifiointi Staphylococcus aureus- ja Pseudomonas aeruginosa -biofilmeissä hopeakideten käsittelyn jälkeen. Staphylococcus aureuksen ja pseudomonas aeruginosan biofilmien pesäkkeet käsiteltiin hopeakideillä tai ei-antimikrobisten kontrollidukoksilla, ja jäljellä olevien elinkelpoisten bakteerien lukumäärä määritettiin 24 tunnin välein. 5 päivän kuluttua biofilmi keksittiin 3,85 x 105: llä. Staphylococcus aureus tai 1,22 × 105p. Bakterioplanktonin pseudomonas aeruginosan pesäkkeet muodostettiin yksilöllisesti biofilmien palautumisen arvioimiseksi. Kaaviot osoittavat keskiarvon +/- vakiovirhe.
Hopeasidosten vaikutuksen visualisoimiseksi biofilmien elinkykyisyyteen, sidokset levitettiin kypsiin biofilmeihin, joita kasvatettiin sian ihon ex vivossa. 24 tunnin kuluttua sidos poistetaan ja biofilmi värjätään sinisellä reaktiivisella väriaineella, jonka elävät bakteerit metaboloivat vaaleanpunaiseksi. Kontrollidiskillä käsitelty biofilmit olivat vaaleanpunaisia, mikä osoittaa elinkelpoisten bakteerien läsnäolon biofilmissä (kuva 2a). Sitä vastoin Ag -oksysolien kastikkeella käsitelty biofilmi oli ensisijaisesti sininen, mikä osoittaa, että sian ihon pinnalla olevat loput bakteerit olivat elinkelpoisia bakteereja (kuva 2b). Sekoitettua sinistä ja vaaleanpunaista väriä havaittiin biofilmeissä, joita käsiteltiin Ag1+: lla sisältävillä sidoksilla, mikä osoittaa elinkelpoisten ja ei-elinkelpoisten bakteerien läsnäolon biofilmissä (kuva 2c), kun taas Ag1+: ta sisältävän EDTA/BC-sidokset olivat pääosin sinisiä, joillakin vaaleanpunaisilla pisteillä. osoittavat alueet, joihin hopeakastike ei vaikuta (kuva 2D). Aktiivisten (vaaleanpunaisten) ja inaktiivisten (sinisten) alueiden kvantifiointi osoitti, että kontrollilaastari oli 75% aktiivinen (kuva 2E). AG1 + + EDTA/BC -sidokset suoritettiin samalla tavalla kuin hapetetut Ag -suolakastikkeet, joiden eloonjäämisaste oli vastaavasti 13% ja 14%. Ag1+ -kastike vähensi myös bakteerien elinkykyä 21%. Nämä biokalvot havaittiin sitten käyttämällä skannauselektronimikroskopiaa (SEM). Käsittelyn jälkeen kontrollikastikkeella ja AG1+ -kastikkeella havaittiin Pseudomonas aeruginosa -kerros, joka peittää sian ihon (kuva 2F, H), kun taas AG1+ -kastikkeella käsittelyn jälkeen löydettiin vähän bakteerisoluja ja muutamia bakteerisoluja löydettiin. Kollageenikuituja voidaan pitää sian ihon kudosrakenteena (kuva 2G). Käsittelyn jälkeen AG1 + + EDTA/BC -kastikkeella, bakteeriplakkeja ja taustalla olevia kollageenikuituplakkeja oli näkyvissä (kuva 2i).
Pseudomonas aeruginosa -biofilmin visualisointi hopeakastikekäsittelyn jälkeen. (A-D) Bakteerien elinkyky Pseudomonas aeruginosa -biofilmeissä, jotka on kasvatettu sian iholla, visualisoitiin käyttämällä prestoblue-elinkelpoisuusväriainetta 24 tuntia hopeakastikkeiden tai ei-antimikrobisten hallintasideiden käsittelyn jälkeen. Elävät bakteerit ovat vaaleanpunaisia, elinkelpoisia bakteereja ja sian iho ovat sinisiä. (E) Pseudomonas aeruginosa -biofilmien kvantifiointi, joka on kasvatettu sian iholla (vaaleanpunainen piste) käyttämällä skannaavaa elektronimikroskopiakuva Pro -versiota 10 (FI) ja käsitelty hopeakastikkeella tai ei-antimikrobinen ohjauskastikkeella 24 tunnin ajan. SEM -asteikon palkki = 5 µm. (J - M) Colonial Biofilms kasvoi suodattimilla ja värjättiin prestoblue -reaktiivisella väriaineella 24 tunnin inkubaation jälkeen hopeasidoksilla.
Sen määrittämiseksi, vaikuttivatko sidosten ja biofilmien välinen kosketus kastikkeiden tehokkuuteen, litteälle pinnalle asetettiin siirtomaabiofilmejä kastikkeilla 24 tunnin ajan ja värjättiin sitten reaktiivisilla väriaineilla. Käsittelemätön biofilmi oli väriltään tummanpunainen (kuva 2J). Päinvastoin kuin biokalvot, jotka on käsitelty sidoksilla, jotka sisältävät hapettuneita Ag -suoloja (kuva 2K), biofilmejä, joita käsiteltiin kastikkeilla, jotka sisälsivät Ag1+ tai Ag1++ EDTA/BC, osoittivat vaaleanpunaisen värjäyskaistat (kuva 2L, M). Tämä vaaleanpunainen väri osoittaa elinkelpoisten bakteerien läsnäolon ja liittyy pukeutumisen ompeleen alueeseen. Nämä ommeltut alueet luovat kuolleita tiloja, jotka sallivat biofilmin bakteerit selviytyä.
Hopeasidosten tehokkuuden arvioimiseksi in vivo, kypsällä S. aureuksella ja P. aeruginosa -biofilmeillä tartunnan saaneiden hiirten täyden paksujen hiirten haavat käsiteltiin ei-antimikrobisilla kontrollidukeilla tai hopeasidoksilla. Kolmen päivän hoidon jälkeen makroskooppinen kuvaanalyysi osoitti pienempiä haavankokoja, kun niitä käsiteltiin hapetetuilla suolasidoilla verrattuna ei-antimikrobisten kontrollikastikkeisiin ja muihin hopeasidoksiin (kuva 3A-H). Näiden havaintojen vahvistamiseksi haavat kerättiin ja haavanpinta-ala ja uudelleenrepitelialisointi määritettiin hematoksyliini- ja eosiinin värjätyillä kudososilla käyttämällä Image Pro -ohjelmistoversiota 10 (kuva 3i-L).
Hopeasidosten vaikutus haavan pinnalle ja biokalvoilla tartunnan saaneiden haavojen epiteelisointi uudelleen. (A - H) Pienet solut, jotka olivat tartunnan saaneet pseudomonas aeruginosa (A - D) ja Staphylococcus aureus (E - H) kolmen päivän hoidon jälkeen ei -antimikrobisella kontrollidukeella, hapetetulla AG -suolakidoksella, AG1+ -kastikella ja AG1++++ pukeutuminen. Edustavat makroskooppiset kuvat. Hiirien haavat Ag1 + + EDTA/BC -kastikkeella. (IL) edustava Pseudomonas aeruginosa -infektio, hematoksyliinillä ja eosiinilla värjättyjä histologisia leikkeitä, joita käytetään haavan pinta -alan ja epiteelin regeneraation kvantifiointiin. Pseudomonas aeruginosa (M, N) ja Staphylococcus aureus (O, P) biofilmit (hoitoryhmä n = 12) tartunnan saaneiden haavojen pinta -alan (M, O) ja prosentuaalisten uudelleenrepitelialisoitumisen (N, P) kvantifiointi. Kaaviot osoittavat keskiarvon +/- vakiovirhe. * tarkoittaa p = <0,05 ** tarkoittaa p = <0,01; Makroskooppinen asteikko = 2,5 mm, histologinen asteikko = 500 um.
Haavan pinta-alan kvantifiointi pseudomonas-aeruginosa-biofilmillä tartunnan saaneissa haavoissa (kuvio 3M) osoitti, että Ag-oksysalilla käsiteltyjen haavojen keskimääräinen haavan koko oli 2,5 mm2, kun taas ei-antimikrobisen kontrolliputken keskimääräinen haavakoko oli 3,1 mm2, mikä ei ole totta. saavutti tilastollisen merkitsevyyden (kuva 3M). P = 0,423). Ag1+: lla tai Ag1+++ EDTA/BC: llä käsiteltyillä haavoilla ei ollut vähenemistä haavan pinta -alaa (vastaavasti 3,1 mm2 ja 3,6 mm2). Käsittely hapetetulla ag-suolakastikkeella edisti uudelleen epiteelialisointia enemmän kuin ei-antimikrobisen kontrollin pukeutuminen (vastaavasti 34% ja 15%; P = 0,029) ja AG1+ tai AG1++ EDTA/BC (10% ja 11%) (11%) ( Kuva 3N). . , vastaavasti).
Samanlaisia suuntauksia haavan pinta -alassa ja epiteelin regeneraatio havaittiin S. aureus -biofilmeillä tartunnan saaneissa haavoissa (kuvio 3O). Hapetettuja hopeasuoloja sisältävät sidokset vähensivät haavanpinta-alaa (2,0 mm2) 23% verrattuna kontrolliin ei-antimikrobiseen sidokseen (2,6 mm2), vaikka tämä pelkistys ei ollut merkitsevä (p = 0,304) (kuva 3o). Lisäksi AG1+ -käsitteluryhmän haavaalue väheni hiukan (2,4 mm2), kun taas Ag1+++ EDTA/BC -kastikella käsitelty haava ei vähentänyt haavan pinta -alaa (2,9 mm2). AG: n happisuolat edistivät myös S. aureus -biofilmillä (31%) tartunnan saaneiden haavojen uudelleen epiteelialisointia kuin ne, joita käsitellään ei-antimikrobisilla kontrollidiskeillä (12%, P = 0,003) (kuva 3P). AG1+ -kastike (16%, P = 0,903) ja AG+ 1+ EDTA/BC -kastike (14%, P = 0,965) osoittivat epiteelin regeneraation tasot, jotka ovat samanlaisia kuin kontrolli.
Hopeasidosten vaikutuksen visualisoimiseksi biofilmimatriisiin, Toto 1 ja Syto 60 -jodidivärjäys suoritettiin (kuva 4). Toto 1 -jodidi on solujen implitioitava väriaine, jota voidaan käyttää visualisoimaan tarkasti solunulkoisten nukleiinihappojen tarkasti, joita on runsaasti biofilmien EPS: ssä. Syto 60 on solujen läpäisevä väriaine, jota käytetään laskemalla16. Pseudomonas aeruginosan (kuvio 4A-D) ja Staphylococcus aureus (kuvio 4I-L) havainnot haavoissa, jotka on ympätä pseudomonas aeruginosan biofilmeillä (kuvio 4a-D) ja pukeutumisen käsittelyn jälkeen biofilmin EPS vähensi merkittävästi. Sisältää hapettuneet suolat AG ja AG1 + + EDTA/BC. Ag1+ -sidokset ilman ylimääräisiä antibiofilmikomponentteja vähensi merkittävästi solutonta DNA: ta haavoissa, jotka oli ympätä Pseudomonas aeruginosalla, mutta olivat vähemmän tehokkaita haavoissa, jotka oli ympätä Staphylococcus aureus -sovelluksella.
Haavan biofilmin in vivo -kuvaus 3 päivän käsittelyn jälkeen kontrolli- tai hopeasidoksilla. Konfokaalikuvat Pseudomonas aeruginosa (A - D) ja Staphylococcus aureus (I - L) värjätty toto 1: llä (vihreä) solunulkoisten nukleiinihappojen visualisoimiseksi, joka on solunulkoisen biofilmipolymeerien komponentti. Syto 60 (punainen) solunsisäisten nukleiinihappojen värjäämiseksi. hapot. P. Pseudomonas aeruginosa (E - H) ja Staphylococcus aureus (M - P) -biofilmien skannaus elektronimikroskopia haavoista (E - H) ja Staphylococcus aureus (M - P) 3 päivän käsittelyn jälkeen kontrolli- ja hopeasidoksilla. SEM -asteikon palkki = 5 µm. Konfokaalinen kuvantamisasteikkopalkki = 50 um.
Skannauselektronimikroskopia osoitti, että hiiret ympättivät Pseudomonas aeruginosan (kuvio 4E-H) ja Staphylococcus aureuksen (kuvio 4M-P) biofilmipesäkkeillä (kuvio 4M-P) oli huomattavasti vähemmän bakteereja haavoissa 3 päivän käsittelyn jälkeen kaikilla hopeakastikkeilla.
Hopeasidosten vaikutuksen arvioimiseksi biofilmiin tartunnan saaneiden hiirten haavatulehduksiin biofilmiin tartunnan saaneiden haavojen leikkeet, jotka oli käsitelty kontrollilla tai hopeasidoksilla 3 päivän ajan, värjättiin immunohistokemiallisesti käyttämällä neutrofiilejä ja makrofageja spesifisiä vasta-aineita. Neutrofiilien ja makrofagien kvantitatiivinen määritys sisäisesti. Rakeistakudos. Kuva 5). Kaikki hopeakastikkeet vähensivät neutrofiilien ja makrofagien lukumäärää haavoissa, jotka olivat tartunnan saaneet pseudomonas aeruginosaa verrattuna ei-antimikrobisten kontrollidiskoihin kolmen hoidon jälkeen. Hapettuneella hopeasuolan kastikkeella käsittely kuitenkin johti neutrofiilien (p = <0,0001) ja makrofagien (p = <0,0001) vähentymiseen verrattuna muihin testattuihin hopeasidoksiin (kuva 5i, j). Vaikka AG1++ EDTA/BC: llä oli suurempi vaikutus haavan biofilmiin, se vähensi neutrofiilien ja makrofagitasoja vähemmässä määrin kuin Ag1+ -kastike. S. aureuksen biofilmillä tartunnan saaneet kohtalaiset haavat havaittiin myös pukeutumisen jälkeen AG: llä (p = <0,0001), Ag1+ (p = 0,0008) ja Ag1 ++ EDTA/BC (p = 0,0043) oksisolit verrattuna kontrolliin. Samanlaisia suuntauksia havaitaan neutropenialle. Sidos (kuva 5K). Vain hapetettua ag -suolakastiketta osoitti kuitenkin merkittävän vähenemisen rakeistuskudoksessa olevien makrofagien lukumäärässä verrattuna S. aureus -biofilmeillä tartunnan saaneissa haavoissa (p = 0,0339) (kuva 5L).
Neutrofiilit ja makrofagit kvantifioitiin pseudomonas aeruginosalla ja Staphylococcus aureus -biofilmeillä tartunnan saaneissa haavoissa 3 päivän käsittelyn jälkeen ei-antimikrobisilla kontrolleilla tai hopeasidoksilla. Neutrofiilit (AD) ja makrofagit (EH) kvantifioitiin kudosleikkeissä, jotka oli värjätty vasta -aineilla, jotka ovat spesifisiä neutrofiileihin tai makrofageihin. Neutrofiilien (I ja K) ja makrofagien (J ja L) kvantifiointi haavoissa, jotka olivat tartunnan saaneet Pseudomonas aeruginosa (I ja J) ja Staphylococcus aureus (K&L) biofilmit. N = 12 ryhmää kohti. Kaaviot osoittavat keskiarvoa +/- vakiovirhe, merkitsevyysarvot verrattuna ei-antibakteeriseen ohjauspukeutumiseen, * tarkoittaa p = <0,05, ** tarkoittaa p = <0,01; *** tarkoittaa p = <0,001; osoittaa p = <0,0001).
Sitten arvioimme hopeasidosten vaikutusta tartunnasta riippumattomaan paranemiseen. Tartunnan tartunnan saaneet leikkaukset käsiteltiin ei-antimikrobisella kontrolliputkella tai hopeakastikkeella 3 päivän ajan (kuva 6). Testattujen hopeakastikoiden joukossa vain hapetetulla suolakaskeella käsitellyt haavat näyttivät pienemmiltä makroskooppisissa kuvissa kuin kontrollilla käsiteltyjä haavoja (kuva 6a-D). Histologisen analyysin käyttäminen haavaalueen kvantifiointi osoitti, että Ag -oksysolien sidoksen käsittelyn keskimääräinen haavaalue oli 2,35 mm2 verrattuna 2,96 mm2: een kontrolliryhmällä käsitellyillä haavoilla, mutta tämä ero ei saavuttanut tilastollista merkitsevyyttä (p = 0,488) (kuvio) . 6i). Sitä vastoin haavan pinta -alan vähenemistä ei havaittu käsittelyn jälkeen Ag1+: lla (3,38 mm2, p = 0,757) tai Ag1++ EDTA/BC (4,18 mm2, p = 0,054) sidokset verrattuna kontrolliryhmään. Lisääntynyt epiteelin regeneraatio havaittiin AG -oksysolidiskillä verrattuna kontrolliryhmään (vastaavasti 30% vs. 22%), vaikka tämä ei saavuttanut merkitystä (p = 0,067), tämä on melko merkitsevää ja vahvistaa aiemmat tulokset. Oksysolilla varustettu sidos edistää uudelleen epiteelisointia. -Infettoimattomien haavojen epitelointi17. Sitä vastoin hoidolla AG1+ tai AG1++ EDTA/BC-sidoksilla ei ollut vaikutusta tai osoittivat vähentynyttä uudelleenepitelialisaatiota verrattuna kontrolliin.
Hopeahaavan kastikkeen vaikutus haavan paranemiseen infektoitumattomissa hiirissä täydellisellä resektiolla. (AD) Edustavat makroskooppiset kuvat haavoista kolmen päivän hoidon jälkeen ei-antimikrobisella kontrollididoinnilla ja hopeakastikkeella. (EH) hematoksyliinillä ja eosiinilla värjättyjä haavaleikkeitä. Haavan pinta -alan (I) ja uudelleenrepitelialisoinnin (J) prosenttimäärät laskettiin histologisista osista haavan keskipisteessä kuvaanalyysiohjelmistolla (n = 11–12 hoitoryhmää kohti). Kaaviot osoittavat keskiarvon +/- vakiovirhe. * tarkoittaa p = <0,05.
Hopealla on pitkä käyttöhistoria antimikrobisena terapiana haavan paranemisessa, mutta monet erilaiset formulaatiot ja syöttömenetelmät voivat johtaa eroihin antimikrobisessa tehokkuudessa 18. Lisäksi tiettyjen hopeanjakelujärjestelmien antibiofilmien ominaisuuksia ei ymmärretä täysin. Vaikka isäntä -immuunivaste on suhteellisen tehokas planktonisia bakteereja vastaan, se on yleensä vähemmän tehokas biokalvoja vastaan19 vastaan. Planktoniset bakteerit ovat helposti makrofagien fagosytoiduissa, mutta biofilmeissä aggregoituneet solut aiheuttavat lisäongelmia rajoittamalla isäntävastetta siinä määrin, että immuunisolut voivat läpäistä apoptoosin ja vapauttaa proinflammatorisia tekijöitä immuunivasteen parantamiseksi. On havaittu, että jotkut leukosyytit voivat tunkeutua biofilmeihin21, mutta eivät pysty fagosytoosibakteereihin, kun tämä puolustus on vaarantunut22. Holistista lähestymistapaa tulisi käyttää isännän immuunivasteen tukemiseen haavan biofilmi -infektiota vastaan. Haavanpoisto voi fyysisesti häiritä biofilmiä ja poistaa suurimman osan biokuormituksesta, mutta isännän immuunivaste voi olla tehoton jäljellä olevaa biofilmiä vastaan, varsinkin jos isäntä -immuunivaste vaarantuu. Siten antimikrobiset terapiat, kuten hopeasidokset Koostumus, pitoisuus, liukoisuus ja annossubstraatti voivat vaikuttaa hopean antimikrobiseen tehokkuuteen. Viime vuosina hopeakäsittelytekniikan kehitys on tehnyt näistä sidoksista tehokkaampia9,23. Hopeakastekniikan kehittyessä on tärkeää ymmärtää näiden sidosten tehokkuus haavainfektion hallitsemisessa ja mikä tärkeintä, näiden voimakkaiden hopeamuotojen vaikutus haavaympäristöön ja paranemiseen.
Tässä tutkimuksessa vertailimme kahden edistyneen hopeasidoksen tehokkuutta tavanomaisilla hopeasidoksilla, jotka tuottavat Ag1+ -ioneja biofilmejä vastaan käyttämällä erilaisia in vitro- ja in vivo -malleja. Arvioimme myös näiden sidosten vaikutuksen haavaympäristöön ja tartunnan riippumattomaan paranemiseen. Suljetusmatriisin vaikutuksen minimoimiseksi kaikki testatut hopeasidokset koostuivat karboksimetyyliselluloosasta.
Pseudomonas aeruginosa- ja Staphylococcus aureus -sovelluksen siirtomaa -biofilmejä vastaan esitetyistä alustavasta arvioinnistamme osoittaa, että toisin kuin perinteiset Ag1+ -sidokset, kaksi edistynyttä hopeasidettä, AG1++ EDTA/BC ja hapetetut Ag -suolat, ovat tehokkaita 5: ssä. Tehokkaasti tappavat Biofilm -bakteerit sisäpuolella. Muutama päivä. Lisäksi nämä sidokset estävät biofilmin uudelleenmuodostumisen toistuvan altistumisen altistumisen planktonille bakteereille. Ag1+ -kastike sisälsi hopeakloridia, samaa hopeayhdistettä ja pohjamatriisia kuin Ag1++ EDTA/BC, ja sillä oli rajoitettu vaikutus biofilmin biofilmissä saman ajanjakson aikana. Havainto, että AG1++ EDTA/BC -kastike oli tehokkaampi biofilmiä vastaan kuin samasta matriisista koostuva AG1+ -kastike ja hopeayhdiste tukee käsitystä, että lisäaineosia tarvitaan hopeakloridin tehokkuuden lisäämiseksi biofilmiä vastaan, kuten on ilmoitettu Muualla15. Nämä tulokset tukevat ajatusta, että BC: llä ja EDTA: lla on ylimääräinen rooli, joka myötävaikuttaa yleiseen pukeutumisen tehokkuuteen ja että tämän komponentin puuttuminen AG1+ -sidoksissa on saattanut vaikuttaa epäonnistumiseen in vitro -tehokkuuden osoittamiseen. Havaitsimme, että hapettuneilla AG2+: n ja AG3+ -ionien tuottamilla Ag -sidoksilla oli voimakkaampi antibakteerinen teho kuin AG1+ ja tasoilla, jotka olivat samanlaisia kuin Ag1++ EDTA/BC. Korkean redox -potentiaalin vuoksi on kuitenkin epäselvää, kuinka kauan AG3+ -ionit pysyvät aktiivisina ja tehokkaina haavan biofilmejä vastaan ja ansaitsevat siksi lisätutkimukset. Lisäksi on olemassa monia erilaisia sidoksia, jotka tuottavat Ag1+ -ioneja, joita ei testattu tässä tutkimuksessa. Nämä sidokset koostuvat erilaisista hopeayhdisteistä, pitoisuuksista ja pohjamatriiseista, jotka voivat vaikuttaa Ag1+ -ionien ja niiden tehokkuuden biofilmejä vastaan. On myös syytä huomata, että in vitro on monia erilaisia ja in vivo -malleja, joita käytetään arvioimaan haavasidosten tehokkuutta biokalvoja vastaan. Käytetty mallityyppi, samoin kuin näissä malleissa käytettyjen väliaineiden suola- ja proteiinipitoisuus vaikuttaa sidoksen tehokkuuteen. In vivo -mallissamme sallimme biofilmin kypsyä in vitro ja siirrimme sen sitten haavan ihon pintaan. Isäntähiiren immuunivaste on suhteellisen tehokas planktonisia bakteereja vastaan, jotka levitetään haavaan, muodostaen siten biofilmin haavan parantuessa. Kypsän biofilmin lisääminen haavaan rajoittaa isäntä -immuunivasteen tehokkuutta biofilmien muodostumiseen sallimalla kypsä biofilmi asettua haavaan ennen paranemista. Siten mallimme antaa meille mahdollisuuden arvioida antimikrobisten sidosten tehokkuutta kypsiin biofilmeihin ennen kuin haavat alkavat parantua.
Havaitsimme myös, että pukeutuminen vaikutti hopeakastikkeiden tehokkuuteen in vitro kasvatettuihin biofilmeihin ja sian ihoon. Läheistä kosketusta haavan kanssa pidetään kriittisenä sidoksen 44,25 antimikrobisen tehokkuuden kannalta. Hapetettuja Ag -suoloja sisältävät sidokset olivat läheisessä yhteydessä kypsien biofilmien kanssa, mikä johti merkittävästi biofilmin elinkelpoisten bakteerien lukumäärän vähentymiseen 24 tunnin kuluttua. Sitä vastoin, kun niitä hoidetaan AG1+ ja AG1++ EDTA/BC -sidoksilla, huomattavia määriä elinkelpoisia bakteereja pysyi. Nämä sidokset sisältävät ompeleita koko sidoksen pituudella, mikä luo kuolleita tiloja, jotka estävät läheisen kosketuksen biofilmiin. In vitro -tutkimuksissamme nämä kontakti-alueet estivät elinkelpoisten bakteerien tappamisen biofilmissä. Arvioimme bakteerien elinkelpoisuuden vasta 24 tunnin hoidon jälkeen; Ajan myötä, kun sidos tulee tyydyttyneemmäksi, kuollut tilaa voi olla vähemmän, mikä vähentää näiden elinkelpoisten bakteerien aluetta. Tämä korostaa kuitenkin pukeutumisen koostumuksen merkitystä, ei vain hopeatyyppiä kastikkeessa.
Vaikka in vitro -tutkimukset ovat hyödyllisiä erilaisten hopeateknologioiden tehokkuuden vertaamiseksi, on myös tärkeää ymmärtää näiden sidosten vaikutukset in vivo, jossa isäntäkudos ja immuunivasteet vaikuttavat sidosten tehokkuuteen biofilmejä vastaan. Näiden sidosten vaikutusta haavabiofilmeihin havaittiin käyttämällä skannaavaa elektronimikroskopiaa ja biofilmin EPS -värjäystä käyttämällä solunsisäisiä ja solunulkoisia DNA -väriaineita. Havaitsimme, että 3 päivän hoidon jälkeen kaikki sidokset olivat tehokkaita vähentämään soluttomia DNA: ta biofilmiin tartunnan saaneissa haavoissa, mutta AG1+ -kastike oli vähemmän tehokas Staphylococcus aureus-tartunnan saaneissa haavoissa. Skannauselektronimikroskopia osoitti myös, että hopeakideillä käsiteltyissä haavoissa oli huomattavasti vähemmän bakteereja, vaikka tämä oli selvempi hapetetulla Ag -suolakastikkeella ja AG1++ EDTA/BC -kastikkeella verrattuna AG1+ -kastikeihin. Nämä tiedot osoittavat, että testatuilla hopeasidoksilla oli erilainen vaikutus biofilmirakenteeseen, mutta yksikään hopeasidoksista ei pystynyt hävittämään biofilmiä tukemaan kokonaisvaltaisen lähestymistavan tarvetta haavan biofilmi -infektioiden käsittelyyn; Hopea käsivarsinauhojen käyttö. Hoitoa edeltää fysikaalinen poisto suurimman osan biofilmistä.
Krooniset haavat ovat usein vakavan tulehduksen tilassa, ja ylimääräiset tulehdukselliset solut jäävät haavakudokseen pitkään aikaan, aiheuttaen kudosvaurioita ja tyhjentävät happea, jota tarvitaan tehokkaan solujen aineenvaihduntaan ja toimintaan haavassa26. Biofilmit pahentavat tätä vihamielistä haavaympäristöä vaikuttamalla negatiivisesti paranemiseen monin tavoin, mukaan lukien solujen lisääntymisen ja muuttoliikkeen estäminen ja tulehduksen sytokiinien aktivointi27. Kun hopeasidokset tulevat tehokkaammiksi, on tärkeää ymmärtää heidän vaikutukset haavaympäristöön ja paranemiseen.
Mielenkiintoista on, että vaikka kaikki hopeakastikkeet vaikuttivat biofilmien koostumukseen, vain happenneet hopeasuolan kastikkeet lisäsivät näiden tartunnan saaneiden haavojen uudelleen epitelialisointia. Nämä tiedot tukevat aiempia havaintojamme17 ja Kalan et al. (2017) 28, joka osoitti hapetettujen hopeasuolojen hyvää turvallisuus- ja toksisuusprofiileja, koska alhaisemmat hopeapitoisuudet olivat tehokkaita biofilmejä vastaan.
Nykyinen tutkimuksemme korostaa hopeateknologian eroja antimikrobisten hopeasidosten ja tämän tekniikan vaikutuksista haavaympäristöön ja tartunnan riippumattomaan paranemiseen. Nämä tulokset eroavat kuitenkin aikaisemmista tutkimuksista, jotka osoittavat, että Ag1 + + EDTA/BC -pukeutuminen paransi loukkaantuneiden kanin korvien paranemisparametreja in vivo. Tämä voi kuitenkin johtua eläinmallien, mittausaikojen ja bakteerien levitysmenetelmien eroista29. Tässä tapauksessa haavanmittaukset tehtiin 12 päivää loukkaantumisen jälkeen, jotta pukeutumisen vaikuttavat aineosat voisivat toimia biofilmiin pidemmän ajanjakson ajan. Tätä tukee tutkimus, joka osoitti, että kliinisesti tartunnan saaneet jalkahaavot, joita hoidetaan AG1 + + EDTA/BC: llä, kooltaan alun perin yhden viikon hoidon jälkeen ja sitten seuraavan 3 hoidon aikana AG1 + + EDTA/BC: llä ja 4 viikon kuluessa siitä Ei-antimikrobien käyttö. huumeet. CMC -sidokset haavaumien30 koon pienentämiseksi.
Tietyn hopean muodon ja pitoisuuksien on aikaisemmin osoitettu olevan sytotoksisia in vitro 11, mutta nämä in vitro -tulokset eivät aina merkitse haitallisia vaikutuksia in vivo. Lisäksi hopeatekniikan edistys ja hopeayhdisteiden paremmin ymmärtäminen ja sidosten pitoisuudet ovat johtaneet monien turvallisten ja tehokkaiden hopeasidosten kehittämiseen. Hopeakastekniikan kehittyessä on kuitenkin tärkeää ymmärtää näiden sidosten vaikutukset haavaympäristöön31,32,33. Aikaisemmin ilmoitettiin, että lisääntynyt uudelleenepiteliaalisoinnin määrä vastaa anti-inflammatoristen M2-makrofagien lisääntynyttä osuutta verrattuna tulehdusta edistävään M1-fenotyyppiin. Tätä havaittiin aiemmassa hiirimallissa, jossa hopeahydrogeelihiukastikkeita verrattiin hopeasulfadiatsiiniin ja ei-antimikrobisiin hydrogeeleihin34.
Kroonisilla haavoilla voi olla liiallista tulehdusta, ja on havaittu, että ylimääräisten neutrofiilien läsnäolo voi olla haitallista haavan paranemiselle35. Neutrofiilien ehtyneissä hiirissä tehdyssä tutkimuksessa neutrofiilien läsnäolo viivästyi uudelleenrepitelialisaatiota. Ylimääräisten neutrofiilien läsnäolo johtaa korkeaan proteaasien ja reaktiivisten happilajien, kuten superoksidien ja vetyperoksidin, tasoihin, jotka liittyvät kroonisiin ja hitaasti parantuviin haavoihin37,38. Samoin makrofagien lukumäärän kasvu voi johtaa viivästyneeseen haavan paranemiseen 39. Tämä lisäys on erityisen tärkeä, jos makrofagit eivät pysty siirtymään tulehdusta edistävästä fenotyypistä paranemista edistävään fenotyyppiin, mikä johtaa siihen, että haavat eivät poistu Healing40: n tulehduksellisesta vaiheesta. Havaitsimme neutrofiilien ja makrofagien vähenemistä biofilmiin tartunnan saaneissa haavoissa 3 päivän käsittelyn jälkeen kaikilla hopeakastikkeilla, mutta lasku oli voimakkaampi hapetetuilla suolasidoksilla. Tämä lasku voi olla suora seuraus immuunivasteesta hopealle, vaste vähentyneelle biokuormiehelle tai haava, joka on myöhemmässä paranemisvaiheessa, ja siten immuunisolut haavaan vähenevät. Haavan tulehduksellisten solujen määrän vähentäminen voi ylläpitää haavan paranemista edistävää ympäristöä. Ag-oksysaltit edistävät infektiosta riippumatonta paranemista edistävä vaikutusmekanismi on epäselvää, mutta Ag-oksysalttien kyky tuottaa happea ja tuhota haitalliset vetyperoksiditasot, tulehduksen välittäjä, voi selittää tämän ja vaatii jatkotutkimusta17.
Krooniset parantamattomat tartunnan saaneet haavat aiheuttavat ongelman sekä lääkäreille että potilaille. Vaikka monet sidokset väittävät antimikrobisen tehokkuuden, tutkimus keskittyy harvoin muihin avaintekijöihin, jotka vaikuttavat haavan mikroympäristöön. Tämä tutkimus osoittaa, että erilaisilla hopeatekniikoilla on erilainen antimikrobinen teho ja mikä tärkeintä, erilaiset vaikutukset haavaympäristöön ja paranemiseen riippumatta tartunnasta. Vaikka nämä in vitro- ja in vivo -tutkimukset osoittavat näiden sidosten tehokkuuden haavainfektioiden hoitamisessa ja paranemisen edistämisessä, satunnaistettuja kontrolloituja tutkimuksia tarvitaan näiden sidosten tehokkuuden arvioimiseksi klinikalla.
Tämän tutkimuksen aikana käytetyt ja/tai analysoidut tietojoukot ovat saatavana vastaavalta kirjoittajalta kohtuullisessa pyynnössä.
Viestin aika: heinäkuu-15-2024